PENGARUH PEMBER…

PENGARUH PEMBERIAN PAKAN BUATAN

YANG DIPERKAYA PROPOLIS TERHADAP

SEX REVERSAL DAN TINGKAT KELULUSHIDUPAN

BENIH NILA MERAH (Oreochromis sp.)

 

 

TUGAS AKHIR

 

 

MUHDI SALEH

NPM 230104110005

 

 

 

 

 

 

                                                                                                          

 

 

 

UNIVERSITAS PADJADJARAN

FAKULTAS PERIKANAN DAN ILMU KELAUTAN

KERJASAMA DENGAN

VOCATIONAL EDUCATION DEVELOPMENT CENTER OF AGRICULTURE

PROGRAM ALIH JENJANG DIPLOMA IV TEKNOLOGI AKUAKULTUR

JATINANGOR

2012

PENGARUH PEMBERIAN PAKAN BUATAN

YANG DIPERKAYA PROPOLIS TERHADAP

SEX REVERSAL DAN TINGKAT KELULUSHIDUPAN

BENIH NILA MERAH (Oreochromis sp.)

 

 

TUGAS AKHIR

 

Diajukan Untuk Menempuh Ujian Sarjana Sains Terapan Perikanan

Pada Fakultas Perikanan dan Ilmu Kelautan Universitas Padjadjaran

MUHDI SALEH

NPM 230104110005

 

 

 

 

 

 

                                                                                                          

 

 

 

UNIVERSITAS PADJADJARAN

FAKULTAS PERIKANAN DAN ILMU KELAUTAN

KERJASAMA DENGAN

VOCATIONAL EDUCATION DEVELOPMENT CENTER OF AGRICULTURE

PROGRAM ALIH JENJANG DIPLOMA IV TEKNOLOGI AKUAKULTUR

JATINANGOR

2012

JUDUL          

 

 

 

 

PENULIS      

NPM               

:

 

 

 

 

:

:

PENGARUH PEMBERIAN PAKAN BUATAN YANG DIPERKAYA PROPOLIS TERHADAP SEX REVERSAL DAN TINGKAT KELULUSHIDUPANBENIH NILA MERAH (Oreochromis sp.)

 

MUHDI SALEH

230104110005

           

 

 

Jatinangor,  Mei 2012

Menyetujui :

 

Komisi Pembimbing :                                               Dekan,

Ketua,

 

 

 

Drs. Walim Lili, M.Si                                                Dr. Ir. Ayi Yustiati, MSc

NIP. 19571026 198803 1 004                                    NIP. 19620413 198603 2 003

 

 

 

Anggota,

 

 

                                        

Dr. Ir. Gusrina, M.Si

NIP. 19651030 199103 2 002

 

 

 

           

ABSTRAK

Muhdi Saleh 2012 (Dibimbing oleh : Walim Lili dan Gusrina). Pengaruh Pemberian Pakan Buatan yang diperkaya Propolis Terhadap Sex Reversal dan Tingkat Kelulushidupan Benih Nila Merah (Oreochromis sp.).

 

            Penelitian sex reversal nila merah melalui pemberian pakan yang diperkaya propolis telah dilaksanakan di Hatchery Departemen Perikanan Budidaya PPPPTK Pertanian Cianjur, Kab.Cianjur Jawa Barat, dari tanggal 01 Februari 2012 sampai tanggal 17 April 2012.  Tujuan dari penelitian ini adalah untuk menganalisis pengaruh pakan buatan yang diperkaya propolis terhadap tingkat kelulushidupan dan pembentukan sex reversal benih nila merah (Oreochromis sp.) serta untuk menentukan kosentrasi yang tepat dan lebih efektif dalam penerapannya untuk kegiatan budidaya perikanan sebagai salah satu upaya untuk mendapatkan bahan alternatif yang baik dari aspek kesehatan, ekonomi maupun dampak terhadap lingkungannya. Metode yang digunakan dalam penelitian ini adalah eksperimental dan rancangan penelitian yang digunakan adalah dengan Rancangan Acak Lengkap (RAL) yang terdiri atas 4 perlakuan dan 3 kali ulangan, dengan perlakuan A (kontrol),  B (3 ml/kg pakan), C (6 ml/kg pakan), dan perlakuan D (9 ml/kg pakan) diberikan pada benih nila yang berumur antara 7-10 hari. Wadah yang digunakan adalah akuarium berukuran 40 x 40 x 40 cm3 denganvolume air 50 liter yang diisi masing-masing 100 ekor/wadah. Parameter utama yang diamati adalah tingkat kelulushidupan ikan nila merah dan prosentase pembentukan kelamin jantan, sedangkan data penunjang meliputi kualitas air dan biomassa ikan. Hasil penelitian memberikan nilai tertinggi untuk tingkat kelulushidupan benih nila merah adalah pada perlakuan C (72,33%). Nilai terendah terdapat pada perlakuan B (67,33%). Sedangkan jumlah kelamin jantan tertinggi terdapat pula pada perlakuan yang sama yaitu perlakuan C (83,33%), dan nilai terendah pada perlakuan A (kontrol) yaitu 44,44%. Penentuan jenis kelamin dilakukan dengan pengamatan morfologi yaitu pada alat kelamin sekunder ikan nila merah.

Kata kunci : kelulushidupan, nila merah, propolis, sex reversal.

iii

 

ABSTRACT


Muhdi Saleh 2012 (Supervised by: Walim Lili and
Gusrina). The Effect of Propolis added  with Toward Sex Reversal  and Survival Rate of  Red Tilapia fry (Oreochromis sp.).       

           

The research of sex reversal of red tilapia using propolis added in feed was done at the Hatchery of Fishery Department VEDCA Cianjur, Cianjur Regency West Java, from  February 1st , 2012 to April 17th , 2012. The aim of this research was to analyze the effects of artificial feeding added with propolis toward survival rate and forming sex reversal of red tilapia fry (Oreochromis sp.) also to determine the effective concentration to gain the best alternative substance from the aspects of health, economy or the impact toward the environment. The method used in this research was experimental and research design Complete Random Design was used which consists of 4 treatments and 3 repetitions, with A treatment (control), B (3 ml/kg feed), C (6 ml/kg feed), and D Treatment (9 ml/kg feed) given to 7-10 days old Tilapia fry. The media used was 50 L water in aquarium with sized 40 x 40 x 40 cm3,   each culture media filled with 100 seeds. The main parameter observed was survival rate of red tilapia and the percentage of male sex, formed while the supporting data were water quality and fish biomass. The research result gave the highest value for the survival rate of red tilapia was treatment C (72.33%). The lowest value was from treatment B (67.33%). The highest male sex gained was from treatment C (83.33%) and the lowest value from treatment A (control) was 44.44%. The determination of sex was done by morphology observation that was to secondary sex characteristics of red tilapia.

Keywords : survival rate, red tilapia, propolis, sex reversal.

 

 

 

 

iv

 

KATA PENGANTAR

 

Segala puji dan syukur penulis panjatkan  kehadirat  ALLAH  SWT,  atas limpahan  rahmat dan karunia-Nya, sehingga penulis dapat menyelesaikan Tugas Akhir penelitian yang berjudul ”Pengaruh Pemberian Pakan Buatan yang diperkaya Propolis Terhadap Sex Reversal dan Tingkat Kelulushidupan Benih Nila Merah (Oreochromis sp.)”

Dalam penyusunan laporan tugas akhir ini banyak pihak yang telah membantu sehingga, Pada kesempatan ini penulis mengucapkan terima kasih yang sebesar-besarnya kepada semua pihak yang telah membantu, diantaranya adalah sebagai berikut :

  1. Drs. Walim Lili, M.Si, selaku  Ketua Komisi Pembimbing di kampus Utama Universitas Padjadjaran (UNPAD) Bandung, atas segala kesabaran dan bimbingannya yang telah memberikan masukan dalam penulisan laporan tugas akhir ini,
  2. Dr. Ir. Gusrina M.Si, selaku Anggota Komisi Pembimbing di kampus lokal VEDCA Cianjur, atas segala kesabaran dalam membantu penyelesaian tugas akhir ini,
  3. Roffi Grandiosa, S.Pi., MSc, selaku dosen penelaah pada sidang Usulan Penelitian dan Sidang Penelitian Tugas Akhir, atas segala motifasi dan masukannya.
  4. Dr. Ir. Ayi. Yustiati, M.Sc. Selaku Dekan Fakultas Perikanan dan Ilmu Kelautan  Universitas Padjadjaran.
  5.  Ir. Anton Sugiri, MP.  Selaku Kepala Devisi Kerjasama Pendidikan Tinggi Perikanan Vedca Cianjur.
  6. Dr. Ir. Gatot Hari Priowirjanto, selaku Direktur SEAMOLEC penyelenggara program kerjasama antara VEDCA – UNPAD dan penyandang dana beasiswa.

v

Keluargaku terutama Ayahanda, Ibunda, Istri dan Anakku tersayang Maqdis Nurqolbi Saleh, yang menjadi motifasi dan selalu memberikan dukungan baik secara spritual dan materi,

vi

Semua pihak terutama teman-teman seperjuangan Program Alih Jenjang D4 yang tidak dapat penulis sebutkan satu persatu, yang bersama-sama memberikan bantuan dan do’a.

Akhir kata, penulis mengharapkan agar penulisan tugas akhir ini dapat bermanfaat bagi penulis sendiri maupun bagi pihak lain. Semoga Allah SWT senantiasa memberikan anugerah dan karunia-Nya, A m i n.

    Jatinangor,  Mei 2012

                   Muhdi Saleh


DAFTAR ISI

 

Bab                                                                                                             Halaman
      DAFTAR TABEL  ……………………………………………………………………..

      DAFTAR GAMBAR  …………………………………………………………………

      DAFTAR LAMPIRAN  ……………………………………………………………..

x

xi

xii

I.   PENDAHULUAN 
1.1.  Latar Belakang  …………………………………………………………………….

1.2.  Identifikasi masalah  ……………………………………………………………..

1.3.  Tujuan Penelitian ………………………………………………………………….

1.4.  Kegunaan Penelitian  …………………………………………………………….

1.5.  Kerangka Pemikiran  …………………………………………………………….

1.6.  Hipotesis  …………………………………………………………………………….

1

3

4

4

4

6

II.  TINJAUAN PUSTAKA 
2.1.  Biologi Nila Merah (Oreochromis sp.)  ……………………………………

2.1.1.      Pembesaran   ……………………………………………………………..

2.1.2.      Pemijahan  ………………………………………………………………..

2.1.3.      Pendederan  ………………………………………………………………

2.1.4.      Pembenihan  ………………….………….…………………

2.1.5.      Manajemen Pemberian Pakan  ………….………………..

2.2.  Perubahan Jenis Kelamin (Sex Reversal)  ………………………………..

2.3.  Propolis  ………………………………………………………………………………

7

9

10

11

12

12

14

16

III.  METODOLOGI 
3.1.  Tempat dan Waktu ……………………………………………………………….

3.2.  Alat dan Bahan  ……………………………………………………………………

3.3.  Metode Penelitian …………………………………………………………………

3.4.  Prosedur Kerja ……………………………………………………………………..

3.4.1.      Tahap Persiapan  ………………………………………………………..

3.4.2.      Pengkayaan Pakan dengan Propolis  …………………………….

3.4.3.      Pemeliharaan Larva Selama Perlakuan  ………………………..

3.5.  Parameter Pengamatan  ……………………………………………………………..

3.6.  Analisis Data  ………………………………………………………………………………

18

18

19

20

20

20

21

21

22

IV.  HASIL DAN PEMBAHASAN 
4.1.  Tingkat Kelulushidupan (survival rate/SR) ……………………………..

4.2.  Nisbah Kelamin Jantan  …………………………………………………………

4.3.  Kualitas Air ………………………………………………………………………….

vii

23

25

28

IV.  KESIMPULAN DAN SARAN 

viii

5.1.  Kesimpulan ………………………………………………………………………….

5.2.  Saran  ………………………………………………………………………………….

31

31

DAFTAR ACUAN   ……………………………………………………………………

LAMPIRAN  ……………………………………………………………………………..

RIWAYAT HIDUP …………………………………………………………………….

32

34

60

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

DAFTAR TABEL

 

 

 Nomor                                             Judul                                              Halaman

1.

 

2.

 

3.

 

4.

5.

 

6.

 

7.

8.

Beberapa hasil aplikasi sex reversal pada ikan nila dengan

bahan dasar  propolis  ……………………………………………

Perbedaan jantan dan betina pada nila merah

(Oreochromis sp.) …………………………………………………

Ransum pakan harian menurut panjang

total ikan …………………………………….……………………

Komponen kimia propolis  ………………………………………

Rata-rata tingkat kelulushidupan (survival rate/SR)

nila merah selama penelitian …………..…………………………

Jumlah rata-rata nila jantan dan betina

hasil pengamatan …………………………………………………

Kisaran kualitas air sampling selama penelitian …………………

Hubungan antara pH air dan kehidupan

Ikan budidaya ……………………………………………………

6

8

13

17

23

26

28

29

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

ix

 

DAFTAR GAMBAR

 

 

 Nomor                                             Judul                                              Halaman

1.

 

2.

3.

 

4.

5.

6.

 

 

 

 

Diagram sex reversal metode oral dengan bahan

dasar propolis  …….……………………….…………………..…

Induk nila merah  …………………………..………………………

Induk nila betina menjaga anaknya masuk keluar

dalam mulut  ………………………………………………….…

Kemasan propolis  ……………………………………………….

Kelulushidupan ikan nila merah selama penelitian ………………….

Nisbah kelamin jantan dan betina ikan

nila merah ………………………………………………………………………….

4

7

11

16

24

26

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

x

 

DAFTAR LAMPIRAN

 

 

 Nomor                                             Judul                                              Halaman

1.

2.

3.

 

4.

5.

6.

7.

8.

 

9.

10.

 

 

Media Pemeliharaan Benih Nila Merah  …….………………..…

Skema Pembuatan Pakan Perlakuan Dengan Propolis ..…………

Tingkat Kelulushidupan (Survival Rate/SR) Benih

Nila Merah Selama Penelitian  ………………………………….

DataTingkat Kelulushidupan Benih Nila Merah (%)……………

Jumlah Nila Jantan dan Betina Hasil Pengamatan  ………………….

Jumlah Nila Jantan (%)  ……………………………………………………….

Jumlah Nila Betina (%)  ………………………………………………………

Biomassa, Kualitas Air dan Mortalitas Benih Nila Merah

Selama Penelitian  ………………………………………………………………

Alat dan Bahan Penelitian  ………………………………………………….

Perbedaan Jenis Kelamin Jantan dan Betina  …………………………

35

36

37

38

41

42

46

49

57

59

 

 

 

 

 

 

xi

BAB I

PENDAHULUAN

 

 

1.1.  Latar Belakang

Budidaya ikan merupakan suatu kegiatan yang sangat penting saat ini dan masa yang akan datang. Hal ini dikarenakan ikan merupakan salah satu jenis pangan yang sangat dibutuhkan oleh manusia yang mempunyai harga jual relatif murah dan mempunyai kandungan gizi yang lengkap. Dengan mengkonsumsi ikan maka kebutuhan gizi manusia akan terpenuhi. Oleh karena itu kemampuan sumberdaya manusia untuk memproduksi ikan budidaya sangat dibutuhkan.

Pada mulanya bibit ikan nila (Oreochromis niloticus) didatangkan ke Indonesia secara resmi oleh Balai Penelitian Air Tawar (sekarang : Balai Riset Perikanan Air Tawar), Bogor, pada tahun 1969 dari Taiwan. Nila adalah nama khas Indonesia yang diberikan oleh pemerintah melalui Direktorat Jenderal Perikanan pada tahun 1975. Sedangkan ikan nila merah (Oreochromis sp.) didatangkan pertama kali dari Filipina pada tahun 1981. Nama tersebut diberikan bukan karena warnanya, melainkan karena mirip dengan nama latinya, yaitu Oreochromis niloticus, berasal dari sungai Nil (disesuaikan dengan bunyinya menjadi nila). Ikan nila disukai oleh berbagai bangsa karena dagingnya enak dan tebal seperti daging ikan kakap, terutama ikan nila yang berwarna merah, ikan nila dapat tumbuh sampai ukuran 1 kg hanya dalam waktu pemeliharaan 6 – 8 bulan  (Suyanto, 2011).

Seperti diketahui, ikan nila merupakan ikan yang mempunyai sifat-sifat unggul. Namun, dalam proses budidayanya, ikan nila sangat mudah kawin silang dan bertelur secara liar. Akibatnya, kepadatan kolam meningkat. Disamping itu, ikan nila yang sedang beranak (nila betina), lambat pertumbuhannya sehingga diperlukan waktu yang lebih lama untuk mencapai ukuran konsumsi yang diharapkan (Suyanto, 2011).

1

2

Menurut Iskandar, (2003) kecepatan pertumbuhan ikan nila lebih tinggi dibandingkan dengan kerabatnya, yaitu mujair. Kemudian ada hal lain yang sangat menarik perhatian para pemelihara, yaitu pertumbuhan nila jantan lebih cepat jika dibandingkan dengan pertumbuhan ikan nila betina. Sifat ini akhirnya dimanfaatkan oleh para pembudidaya untuk melakukan pemeliharaan ikan jantan saja. Dengan begitu, bisa diperoleh produksi yang tinggi dalam waktu yang singkat. Pemeliharaan dengan cara ini disebut monosekskultur atau populasi tunggal kelamin. Dijelaskan lebih lanjut bahwa sistem tersebut ternyata lebih menguntungkan dibandingkan dengan budidaya sistem campuran (mixed-sex). Perkembangan yang sangat pesat pada nila jantan  bila dilakukan dengan budidaya monosekskultur, tidak akan terjadi pada budidaya campuran (mixed-sex).

Untuk mengatasi kekurangan ikan tersebut, para ahli telah mengadakan penelitian untuk memperoleh benih ikan berkelamin jantan sebanyak mungkin. Ada empat cara untuk memproduksi benih ikan nila jantan yaitu secara sexing manual (memilih benih-benih yang beratnya 30 g atau umur 2 bulan dengan melihat alat kelaminnya), sistem hibridisasi antar jenis tertentu dapat menghasilkan keturunan pertama (F1) yang hampir 100% jantan, sex reversal atau merangsang perubahan seks dengan hormon, dan manipulasi kromosom dapat diperoleh super male (jantan super) (Suyanto, 2011).

Pada umumnya, untuk perubahan kelamin ikan menjadi jantan digunakan hormon 17α-metiltestosteron, tetapi dalam aplikasinya penggunaan hormon sintesis dapat menimbulkan stress pada ikan sehingga kelangsungan hidup ikan menjadi rendah, harganya cukup tinggi, dan dari segi kesehatan dapat bersifat karsinogenik. Oleh karena itu, dicari bahan alternatif yang memiliki bahan aktif untuk pengarahan kelamin yang bersifat lebih alami dan ramah lingkungan. Salah satu caranya adalah dengan penambahan propolis pada pakan komersil (Larasati, 2010).

Berdasarkan Surat Keputusan Menteri Kelautan dan Perikanan nomor KEP.20/MEN/2003,  hormon 17α-metiltestosteron termasuk dalam klasifikasi obat keras yang berarti bahwa peredaran dan pemanfaatannya menjadi semakin dibatasi terkait dengan dampak negatif yang dapat ditimbulkan, baik kepada ikan, manusia maupun lingkungan. Hormon 17α-metiltestosteron yang notabene merupakan hormon sintetik bersifat karsinogenik bagi manusia. Selain itu,  hormon ini juga  berpotensi menimbulkan pencemaran lingkungan karena sulit terdegradasi secara alami (Ariyanto, 2010).

3

Selain propolis salah satu yang dianggap aman dan ramah lingkungan antara lain adalah dengan madu lebah hutan. Madu dipilih karena mengandung kalium yang dapat merubah lemak prenegnelon, dimana prenegnelon inilah yang akan merubah estrogen menjadi progesteron. Dengan perubahan ini, maka ikan yang tadinya akan menjadi betina akan diarahkan menjadi jantan (Dedi et al., 2009).

Sesuai dengan hal diatas, maka dalam rangka menggantikan fungsi hormon 17α-metiltestosteron. Sehingga pentingnya dilakukan penelitian lebih lanjut untuk menghasilkan benih nila merah (Oreochromis sp.) yang berkelamin jantan dengan penggunaan propolis sebagai bahan alternatif yang lebih aman untuk digunakan.

1.2.  Identifikasi Masalah

            Dengan semakin berkembangnya teknologi dalam budidaya perikanan untuk menghasilkan pertumbuhan dan produktivitas hasil panen yang besar, maka dilakukan berbagai cara manipulasi, baik pada lingkungan hidup, pakan, maupun manipulasi pada kromosom biota air itu sendiri. Hal ini seperti apa yang diterapkan pada teknik sex reversal ikan nila dengan berbagai metode perlakuan terutama pada tahap pembenihan dengan harapkan menghasilkan populasi ikan nila berkelamin jantan. Sejauh mana pengaruh pemberian pakan buatan yang diperkaya propolis dengan konsentrasi yang berbeda terhadap tingkat kelulushidupan serta  sex reversal benih nila merah selama perlakuan dengan metode oral.

 

4

1.3.  Tujuan Penelitian

            Tujuan dari Penilitian ini antara lain adalah :

  1. Untuk menganalisis pengaruh pakan buatan yang diperkaya propolis terhadap tingkat kelulushidupan dan pembentukan kelamin jantanbenih nila merah (Oreochromis sp.).
  2. Untuk menentukan konsentrasi propolis yang tepat dan lebih efektif dalam penerapannya untuk kegiatan budidaya perikanan.
  3. Sebagai salah satu upaya untuk mendapatkan bahan alternatif yang baik dari aspek kesehatan, ekonomi maupun dampak terhadap lingkungannya.

1.4.  Kegunaan Penelitian

            Secara umum hasil penelitian ini diharapkan dapat memberikan informasi mengenai pemberian pakan yang diperkaya propolis sebagai bahan alternatif yang dapat membalikkan arah kelamin betina menjadi kelamin jantan serta sebagai bahan kajian untuk mendapatkan konsentrasi propolis yang tepat dalam penerapannya terhadap sex reversal.

1.5.  Kerangka Pemikiran

Pemberian pakan tanpa propolis pada

benih nila merah sampai umur 77 hari

 

 

 

 

 

 

           

Parameter Pengamatan

Sex reversal

Derajat kelangsungan hidup

 

 

 

 

Gambar 1. Diagram sex reversal metode oral dengan bahan dasar propolis

5

            Sex reversal (monosex) adalah suatu teknologi yang membalikan arah perkembangan kelamin menjadi berlawanan. Cara ini dilakukan pada waktu menetas gonad ikan belum berdiferensiasi secara jelas menjadi jantan atau betina tanpa merubah genotipenya. Tujuan dari penerapan sex reversaladalah menghasilkan populasi monoseks (tunggal kelamin), yang sangat bermanfaat dalam mendapatkan ikan dengan pertumbuhan yang cepat, mencegah pemijahan liar, mendapatkan penampilan yang baik, menunjang genetika ikan yaitu teknik pemurnian ras ikan (Gusrina, 2008)

Dijelaskan lebih lanjut bahwa proses diferensiasi seks adalah suatu proses perkembangan gonad ikan menjadi suatu jaringan yang defenitif (pasti), yang terjadi terlebih dahulu pada betina kemudian baru pada jantan. Gonad ikan pada saat baru menetas masih berupa benang yang sangat halus dan belum berdeferensiasi menjadi jantan atau betina.

Hormon yang sering digunakan untuk jantanisasi adalah 17α-metiltestosteron, tetapi hormon tersebut bersifat karsinogenik, sehingga digunakan propolis yang bersifat lebih alami dan ramah lingkungan. Propolis memiliki komposisi yang dapat digunakan untuk pengarahan perubahan kelamin ikan menjadi jantan yaitu chrysin dan berbagai macam mineral. Chrysin merupakan salah satu bahan aktif alami yang mengandung flavonoid sebagai penghambat enzim aromatase atau yang lebih dikenal aromatase inhibitor. Aromatase merupakan enzim yang berfungsi sebagai katalis konversi testosteron (androgen) menjadi estradiol (estrogen) (Dean, 2004).

Dosis hormon yang diberikan sangat berpengaruh terhadap sex reversal ikan. Pemberian dosis yang terlalu rendah akan menyebabkan proses pengarahan perubahan kelamin berlangsung kurang sempurna. Pemberian dosis yang tinggi akan menyebabkan kecenderungan ikan menjadi steril, populasi dan limbah sisa perlakuan yang dikhawatirkan mencemari lingkungan sehingga mempengaruhi perbandingan kelamin ikan. Penggunaan dosis biasanya dikaitkan dengan lama perlakuan. Dosis yang tinggi biasanya dilakukan dalam waktu yang pendek sedangkan dosis rendah diberikan dalam jangka waktu panjang (Zairin, 2002).

6

Setelah dilakukan aplikasi sex reversalpada individu ikan, maka harus dilakukan uji progeni. Uji progeni ini dilakukan untuk menentukan apakah ikan yang telah ditreatmen tersebut sudah berubah kelamin. Menurut Gusrina (2008), terdapat dua metode yang digunakan dalam identifikasi jenis kelamin yaitu : Pertama metode histologis/asetokarmin, dimana identifikasi gonad dengan metode asetokarmin dilakukan hanya untuk keperluan penelitian, karena ikan harus dimatikan terlebih dahulu untuk diambil gonadnya. Asetokarmin adalah larutan pewarna yang digunakan untuk mewarnai jaringan gonad. Kedua metode morfologi, adalah cara terhemat karena tidak harus mematikan ikan yang akan diamati. Cara ini dapat dilakukan pada ikan-ikan yang memiliki dimorfisme seksual yang jelas antara jantan dan betina.

Beberapa data hasil aplikasi melalui pemberian pakan penilitian mengenai sex reversal pada ikan nila dengan propolis yang mengandung chrysin untuk pengarahan perubahan kelamin tertera pada Tabel 1.

Tabel 1. Beberapa hasil aplikasi sex reversal pada ikan nila dengan bahan dasar  propolis.

Tujuan

Jenis Bahan

Metode pemberian

Dosis

Lama perlakuan

Jantan %

SR %

Sumber

Jantanisasi

Propolis

Oral

5 ml/kg pakan

35 hari

76,67

74,67

Larasati, 2010

Propolis

Oral

3,0 ml/kg pakan

28 hari

69,71

68

Anwar, 2010

1.6.  Hipotesis

            Pemberian bahan propolis pada pakan buatan dengan kosentrasi 6 ml/kg pakan diperkirakan menghasilkan pengarahan jenis kelamin betina menjadi kelamin jantan tertinggi pada benih nila merah (Orechromis sp.).

BAB II

TINJAUAN PUSTAKA

 

 

2.1.  Biologi Nila Merah (Orechromis sp.)

            Menurut informasi, ada 4 jenis warna ikan nila merah, yaitu orange, pink/albino, albino dengan bercak merah dan hitam, serta orange/albino dengan bercak merah. Biasanya masyarakat lebih menyukai warna pink/albino atau orange/albino dengan bercak merah. Hal ini dikarenakan nila dengan warna tersebut sangat mirip dengan kakap merah yang banyak disukai orang.

Gambar 2. Induk nila merah (sumber, http://dialerbisnis.blogspot.com).

            Klasifikasi nila merah menurut  Iskandar (2003) adalah sebagai berikut :

Filum               : Chordata

Sub Filum        : Vertebrata

Kelas               : Ostheichthyes

Sub Kelas        : Acanthoptherigi

Ordo                : Percomorphi

Sub Ordo        : Percoidea

Family             : Cichlidae

Genus              : Oreochromis

Spesies            : Oreochromis sp.

7

8

Ciri-ciri ikan nila merah sebenarnya mudah sekali dikenali, baik dilihat dari bentuk tubuh, garis-garis pada tubuh, warna pada sekujur tubuh, dan ciri fisik lainnya. Bentuk tubuh nila merah (Oreochromis sp.) pipih, berpunggung lebih lebar dari ikan mujair (Oreochromis mosambicus). Warnanya merah-merahan atau kekuning-kuningan atau keputih-putihan (albino). Sisiknya berbentuk steroid berukuran besar dan kasar. Gurat sisinya terputus dibagian tengah badan. Jumlah sisik pada gurat sisi 34 buah. Pada badan dan sirip ekor ditemukan garis-garis lurus sedangkan garis-garis berbentuk memanjang ditemukan pada sirip punggung dan sirip dubur.

Untuk membudidayakan nila merah ada hal penting yang harus diketahui, yaitu perbedaan jenis kelaminnya. Menurut Iskandar (2003), Perbedaan jenis kelamin nila merah dapat diketahui dari ciri-cirinya tertera pada Tabel 2.

 

Tabel 2. Perbedaan jantan dan betina pada nila merah (Oreochromis sp.)

No.

Nila jantan

Nila betina

1.

Memiliki ukuran sisik lebih besar Ukuran sisik relatif lebih kecil

2.

Mempunyai alat kelamin yang berbentuk tonjolan agak meruncing pada bagian bawahnya. Alat kelamin berupa lubang genital dekat anus

3.

Warna sisik pada bagian dibawah dagu dan perut berwarna merah tajam Sedangkan nila betina berwarna merah pucat

4.

Bentuk moncong dan rahang cenderung melebar Bentuk moncong dan rahang cenderung meruncing

5.

Sirip punggung dan sirip ekor merupakan garis terputus-putus Sirip punggung dan sirip ekor merupakan garis tidak terputus-putus

6.

Bila bagian perut diurut (dipijit) akan mengelurkan cairan atau memancarkan cairan berwarna bening Bila bagian perut diurut (dipijit) tidak akan mengelurkan cairan atau memancarkan cairan berwarna bening

9

Nila merah bersifat beranak pinak dan cepat pertumbuhannya. Selain itu, ikan ini memiliki toleransi tinggi terhadap perubahan kadar garam sampai 30 ppt. Kedewasaan pertama tercapai pada umur 4-6 bulan dengan bobot 100-250 g. Jenis ikan ini dapat memijah 6-7 kali/tahun. Seekor induk betina dapat menghasilkan telur sebanyak 1.000 – 1.500 butir. Saat pemijahan ikan jantan akan membuat sarang dan menjaganya. Telur yang telah dibuahi dierami oleh induk betina di dalam mulutnya. Penjagaan oleh betina masih terus dilanjutkan sampai seminggu setelah telur-telur tersebut menetas. Di dalam karamba jaring apung ikan ini dapat mencapai ukuran di atas 250 g dalam waktu 4 bulan dari bobot awal sekitar 20 g.

Sebagai ikan yang tergolong eurihalin, ikan nila merah dapat dibudidayakan di perairan tawar, payau, dan laut. Namun demikian, pada perairan dengan kadar garam tinggi (>29 ppt) ikan ini masih tumbuh baik, tetapi tidak dapat berkembang biak. Nila merah dapat tumbuh baik pada lingkungan perairan yang bersuhu antara 27-330C, kadar oksigen terlarut >3 mg/l, pH 7-8,3, alkalinitas 90-190 mg/l, kesadahan 62-79 mg CaCO3, kecepatan arus 10-20 cm/dt, kecerahan >3 m, dan kedalaman air 10-20 m (http://hobiikan.blogspot.com).

Menurut Suyanto (2011), ikan nila dikenal sebagai ikan yang sangat tahan terhadap perubahan lingkungan hidup. Nila dapat hidup dilingkungan air tawar, air payau, dan air asin di laut. Kadar garam air yang disukai antara 0-35 per mil. Ikan nila air tawar dapat dipindahkan ke air asin dengan proses adaptasi yang bertahap. Kadar garam air dinaikkan sedik demi sedikit. Pemindahan ikan nila secara mendadak kedalam air yang kadar garamnya sangat berbeda dapat mengakibatkan  stress dan kematian ikan.

2.1.1.      Pembesaran

Ikan nila yang dipelihara secara tunggal kelamin (monosex culture) jantan lebih cepat tumbuh dibandingkan dengan ikan yang dipelihara secara campuran jantan dan betina. Hal ini disebabkan oleh kecenderungan ikan nila untuk melakukan perkawinan bila telah mencapai ukuran dewasa (150 g) sehingga energi untuk pertumbuhan menjadi berkurang. Selain itu, ikan nila lebih cepat tumbuh dibandingkan dengan ikan nila betina (Suyanto, 2011).

10

Pembesaran ikan nila merah, dapat dilakukan dengan beberapa metode seperti tunggal kelamin, campur kelamin, tunggal jenis dan terpadu. Pembesaran dengan “metode tunggal kelamin”, dilakukan dengan menggunakan ikan jantan atau betina saja. Metode pembesaran “campur kelamin” dengan menggunakan ikan jantan dan betina, bersamaan dalam satu wadah pemeliharaan. Sedangkan pembesaran dengan “metode tunggal kelamin” adalah, pembesaran dengan menggunakan satu jenis ikan dalam satu wadah pemeliharaan. Metode pembesaran secara “campur jenis”, dengan menggunakan lebih dari satu jenis ikan dalam satu wadah pemeliharaan. Pembesaran “secara terpadu” adalah, metode pembesaran dengan komoditas selain ikan misalnya mina padi atau ikan bersama

ternak. Pemeliharaan (pembesaran) ikan nila, di kolam memakan waktu 6 bulan dengan bobot ikan 50 gr/ekor atau 25 gr/m2 dengan bobot 50 gr/ekor (http://mitra-bisnis.tripod.com).

2.1.2.      Pemijahan

Proses perkawinan induk jantan dan betina sampai menghasilkan larva disebut pemijahan. Nila jantan akan membuat sarang pada dasar kolam kemudian mengundang betina untuk bertelur pada sarang itu, ketika telur-telur nila keluar, nila jantan akan membuahi dengan cara menyemprotkan cairan jantannya ketelur-telur itu. Setelah telur-telur itu dibuahi oleh si jantan maka betina kembali menyimpan telur-telur itu kedalam mulutnya. Dalam beberapa hari saja telur-telur itu akan menetas.

Ketika telur-telur nila menetas ini disebut dengan larva. Larva adalah anak ikan yang berumur 1-5 hari. Pada usia ini, induk nila betina akan menjaga anak-anak ikan ini dengan menyimpan dan mengamankan dalam mulutnya. Biasanya induk nila akan memasukan dalam mulutnya  jika dalam keadaan tidak aman, kemudian memuntahkan kembali jika di sekitarnya aman.

Selama beberapa hari induk nila akan terus menjaga anaknya masuk-keluar dalam mulutnya. Pada usia 4-5 hari, larva ini mulai terbentuk seperti ikan dewasa dan pada usia ini, induk akan mulai membiarkan anak-anaknya untuk mencari makan sendiri (http://ikannila.com).

11

Gambar 3. Induk nila betina menjaga anaknya masuk keluar dalam mulut

                      (sumber, http://ikannila.com).

2.1.3.      Pendederan

Pendederan adalah pemisahan larva dengan induk betina maupun jantan. Pemeliharaan larva ini dimaksudkan untuk disiapkan menjadi anak-anak ikan yang cukup besar yang dinamakan benih. Pemeliharaan pendederan awal ini berlangsung satu sampai satu setengah bulan. Pendederan ini, diharapkan dapat mencapai ukuran 3-4 cm atau berat 9-12 gr.

Pemindahan larva pada kolam pendederan ini dimulai ketika usia larva 5-7 hari. Besar ikan kecil ini sekitar panjang 3-5 mm atau berusia 5-8 hari sejak telur menetas. Pemindahan dilakukan pada penampungan khusus;  di  bak beton, jaring kelambu atau happa. Ukuran kolam semen kecil bisa panjang, lebar, tinggi: 1 m x 1 m x 50 cm3. atau bisa juga dibuat lebih besar. Penampungan sebesar 1 x 1 x 50 cm3 dapat menampung 20.000-50.000 ekor larva. Pemeliharaan pada penampungan ini tidak lebih dari sebulan karena akan terlalu sesak buat ikan yang semakin bertumbuh besar.

 

2.1.4.     

12

Pembenihan

Setelah pendederan selama 4-6 minggu anak ikan sudah berukuran 2-3 cm, anda dapat memindahkan ke kolam pembenihan. Pada pendederan dengan kolam 1 x 1 x 50 cm3 sudah tidak layak lagi untuk menampung anak ikan yang semakin besar oleh karena itu kita perlu menyediakan kolam yang lebih besar lagi agar anak ikan lebih leluasa untuk bertumbuh. Disinilah perbedaan pendederan dan pembenihan.

Sebenarnya tidak ada perbedaan yang berarti pada pendederan dan pembenihan. Seperti pada bahasan disebelumnya pendederan adalah persiapan larva untuk menjadi benih, kemudian benih siap dibesarkan pada kolam yang lebih besar untuk pembesaran. Namun, benih panjang 2-3 cm terlalu kecil untuk dilepas pada kolam pembesaran karena itu harus dibuat kolam pembenihan yang cukup besar untuk memicu pertumbuhan benih yang lebih besar lagi (http://ikannila.com).

Untuk mendapatkan benih ikan nilatunggal kelamin jantan (monosex) maka dilakukan proses jantanisasi.  Untuk keperluan ini diperlukan minimal 24 buah hapa ukuran masing-masing 2 x 2 x 2 m3 yang ditempatkan dalam kolam dengan luas kurang lebih 400 m2 dan kedalam air minimal 1,5 m.  Kedalam setiap hapa dapat diisi larva ikan sebanyak 20.000-30.000 ekor.  Larva diberi pakan berbentuk tepung yang telah dicampur dengan hormon 17 α-Methyl Testosteron sampai masa pemeliharaan selama 17 hari (http://budidaya-mania.blogspot.com).

Menurut Suyanto (2011), bahwa bak semen yang berukuran 1 x 1 m dengan kedalam 0,3-0,5 m juga dapat digunakan untuk bak pendederan dengan kepadatan yang lebih dari 200 ekor/m2. Pada tingkat kepadatan ini diperlukan aerator agar burayak tidak kekurangan oksigen.

2.1.5.      Manajemen Pemberian Pakan

Menurut Suyanto (2011), kebutuhan pakan dalam perlakuan sex reversal untuk suatu periode perlakuan biasanya dipersiapkan sekaligus. Untuk 1.000 ekor burayak, dibutuhkan 250-400 g pakan berhormon dalam satu periode perlakuan.

13

Pakan sebaiknya mempunyai kadar protein 25-30%, kadar lemak 5-8%, ditambah vitamin dan mineral yang berimbang. Ukuran butir pakan antara 100-500 µ yang dapat diayak dengan saringan yang lubangnya berukuran 0,5 mm. untuk keperluan 50.000 ekor benih diperlukan pakan sebanyak 12,5-20 kg. pakan ini dihabiskan selama 3-4 minggu selama masa perlakuan sex reversal.

Takaran ransum harian seperti direkomendasikan oleh badan Litbang Perikanan ialah 15-20% berat badan (biomassa) burayak perhari sampai benih mencapai ukuran 15 mm. seterusnya secara bertahap, ransum itu dikurangi sampai menjadi 10% berat biomassa per hari hingga selesai agar pemberian pakan terkontrol sebaiknya dibuat daftar ransum seperti tertera pada Tabel 3.

 

Table 3. Ransum pakan harian menurut panjang total ikan

Panjang ikan (mm)

Ransum harian (g/1.000 ekor)

8

2

9

3

10

4

11

5

12

6

13

7

14

8

15

10

16

11

17

13

18

15

19

17

20

19

21

21

22

24

23

27

25

30

(Sumber, Badan Litbang Perikanan dalam Suyanto, 2011)

 

 

 

 

 

14

Menurut Zairin (2002), setelah larva nila merah menetas pemberian pakan dimulai pada hari kedua berupa naupli artemia hingga berumur 5 hari setelah itu baru mulai pemberian pakan pellet hingga dewasa. Larva yang baru berumur 7 hari dipindahkan ke akuarium perlakuan sex reversal berukuran 40 x 30 x 30 cm yang telah diisi air sebanyak 15 liter. Kepadatan tiap akuarium adalah 500 ekor.

 

2.2.  Perubahan Jenis Kelamin (sex reversal)

Menurut Pandian dan Varadana (1990), dalam Amalia (2012), periode diferensiasi seks pada ikan nila sebagai berikut: Untuk Oreochromis morsombicus 11-19 hari, untuk Oreochromis aureus 18-32 hari, dan untuk Oreochromis niloticus 25-29 hari.

Menurut Gusrina (2008), proses diferensiasi seks adalah suatu proses perkembangan gonad ikan menjadi suatu jaringan yang definitif (pasti), yang terjadi terlebih dahulu pada betina dan kemudian baru terjadi pada jantan. Gonad ikan pada saat baru menetas masih berupa benang yang sangat halus dan belum berdiferensiasi menjadi jantan atau betina. Proses diferensiasi seks pada betina ditandai dengan meiosis oogonia dan/atau perbanyakan sel-sel somatik membentuk rongga ovari, sebaliknya pada diferensiasi seks pada jantan ditandai dengan muculnya spermatonia serta pembentukan sistem vaskular pada testis.

Hormon steroid secara alamiah terlibat dalam proses diferensiasi seks. Upaya pengontrolan proses diferensiasi seks dilakukan dengan pemberian steroid seks dari luar tubuh (eksogenous) pada ikan yang belum berdiferensiasi. Ikan-ikan hasil sex reversal pada umumnya mengalami perubahan kelamin yang bersifat permanen dan berfungsi normal. Pemberian steroid seks sebaiknya diberikan sebelum muncul tanda-tanda diferensiasi gonad dengan menggunakan hormon estrogen atau androgen. Jenis-jenis hormon steroid yang dapat digunakan dalam terapi hormon antara lain adalah :

15

1. Estrogen (hormon betina) :

Estradiol-17 β esteron, estriol atau ethynil estradiol. Hormon ini memberikan efek perubahan dari jantan menjadi betina (feminisasi).

2. Androgen (hormon jantan) :

Testoteron, 17 α-Metyl Testoesteron, androstendion. Hormon ini memberikan efek perubahan dari betina menjadi jantan (maskulinisasi).

Dijelaskan lebih lanjut bahwa dalam penerapan sex reversal dengan menggunakan terapi hormon dapat diberikan beberapa cara yang didasarkan pada efektifitas, efisiensi, kemungkinan polusi dan biaya. Cara pemberian hormon dalam teknologi seks reversal dapat dilakukan dengan beberapa cara antara lain adalah :

1.   Oral

Metode oral adalah metode pemberian hormon melalui mulut yang dapat dilakukan dengan pemberian pakan alami maupun pakan buatan. Pada pakan buatan, hormon dilarutkan dalam pelarut polar seperti alkohol. Cara yang dilakukan adalah dengan mencampur hormon 17 α-metyltestoesteron secara merata dengan pakan dengan dosis yang disesuaikan jenis ikan yang akan diaplikasikan. Pemberian hormon pada pakan alami dapat dilakukan dengan teknik bioenkapsulasi.

  1. 2.    Perendaman (dipping/bathing)

Metode perendaman (dipping) yaitu dengan cara merendamkan larva ikan ke dalam larutan air yang mengandung 17 α-metyltestoesteron dengan dosis 1,0 gram/liter air.  Metode ini dapat diaplikasikan pada embrio, dan pada larva ikan yang masih belum mengalami diferensiasi jenis kelamin (sex), dan lama perendaman tergantung dosis hormon yang diaplikasikan, dimana semakin banyak dosis hormon maka semakin singkat waktu perendaman dan demikian juga sebaliknya.

  1. 3.    Suntikan/Implantasi

Metode suntikan atau implantasi ini ini biasanya hanya dapat dilakukan pada ikan yang berukuran dewasa. Proses penyuntikan dilakukan pada bagian punggung ikan dengan dosis yang disesuaikan dengan jenis dan ukuran ikan.

16

2.3.  Propolis

Propolis atau Lem Lebah adalah suatu zat yang dihasilkan oleh lebah madu. Dikumpulkan oleh lebah dari pucuk daun-daun yang muda untuk kemudian dicampur dengan air liurnya, digunakan untuk menambal dan mensterilkan sarang. Propolis bersi­fat disinfektan (anti bakteri) yang membunuh semua kuman yang masuk ke sarang lebah. lebah meliputi sarangnya dengan propolis untuk melindungi semua yang ada di dalam sarang tersebut dari serbuan kuman, virus, atau bakteri (http://jakartacity.olx.co.id). Kemasan propolis dapat dilihat pada Gambar 4.

Gambar 4. Kemasan Propolis (Sumber, http://jakartacity.olx.co.id)

            Propolis merupakan nama generik dari resin lebah. Kata propolis itu sendiri berasal dari bahasa yunani, yaitu “pro” artinya sebelum atau pertahanan dan “polis” artinya kota atau sarang lebah. Jadi, propolis adalah pertahanan kota atau sebagai system pertahanan pada sarang lebah. Warna propolis yang biasa dijumpai adalah kuning, merah, coklat, coklat mudah atau hijau. Secara fisik propolis bersifat rapuh dan keras, ada pula propolis yang berbentuk pasta dan elastis. Karena sifatnya yang lengket seperti lem, propolis disebut sebagai bee-glue (Hasan, 2010).

Propolis merupakan produk lebah yang kaya akan zat-zat esensial yang sangat berguna bagi manusia. Propolis diproduksi oleh lebah dari getah yang diambil dari bagian tumbuh-tumbuhan yang menghasilkan getah terutama tunas tumbuhan. Getah inilah yang menjadi bahan dasar pembentuk propolis. Getah ini dibawah ke dalam sarang lebah oleh para lebah pekerja dan dicampur dengan wax (sejenis lilin) dan serbuk sari bunga. Dengan bantuan air liur lebah, campuran ini dibuat menjadi lentur. Kemasan propolis bervariasi seperti botol plastik, kapsul, dan pasta gigi (Wikipedia, 2009). Komponen kimia propolis tertera pada Tabel 4.

17

Tabel 4. Komponen Kimia Propolis

Kelompok senyawa

Komponen kimia

Jumlah kandungan (%)

Resin (Chrysin) Flavonoid (72,7%), asam aromatic (16,5%), dan esternya (10,8%)

50

Lilin (wax) Asam lemak dan esternya

30

Minyak esensial Volatile

10

Polen Protein dan asam amino bebas

5

Senyawa organic & mineral Mineral, kalium, keton, lakton, quinon, steroid, vitamin, dan gula

5

 

(Sumber : http://probiang.net/Propolis)

BAB III

METODOLOGI

 

 

3.1.  Waktu dan Tempat

Penelitian ini dilaksanakan dalam jangka waktu 77 hari, mulai dari tanggal 01 Februari – 17 April 2012. Dengan tempat pelaksanaan di Hatchery Departemen Agribisnis Perikanan, Pusat Pengembangan dan Pemberdayaan Pendidik dan Tenaga Kependidikan (PPPPTK) Pertanian Cianjur, Jl. Jangari KM 14, Kec. Karang Tengah Kab. Cianjur, Propinsi Jawa Barat.

Penelitian ini meliputi persiapan penelitian, perlakuan pemberian pakan, pemeliharaan selama perlakuan, penghitungan tingkat kelulushidupan (Survival Rate/SR) dan pengamatan jumlah jenis kelamin benih nila merah.

3.2  Alat dan Bahan

      3.2.1.   Alat

Alat yang diperlukan dalam penelitian ini antara lain adalah :

  1. Akuarium berukuran  80 x 40 x 40 cm3 sebanyak 6 buah yang dilengkapi dengan aliran oksigen, panjang akuarium ini disekat menjadi 2 bagian sehingga ukuran ruang sekatnya menjadi 40 x 40 x 40 cm3 sebagai tempat pemeliharaan larva sampai panen untuk pengamatan jenis kelamin nila merah.
  2. Baskom/nampan bervolume 1 L, yang dipergunakan dalam pencampuran dan pemberian pakan.
  3. Sendok kayu, digunakan untuk mengaduk dan meratakan larutan propolis.
  4. Timbangan digital untuk penimbangan pakan dan benih nila merah.
  5. Serokan yang dipergunakan dalam pemeliharan dan untuk pengambilan sempel ikan.

18

Selang siphon untuk membuang kotoran pada akuarium saat pemeliharaan ikan.

19

Mikropipet untuk mengukur propolis dan alkohol yang dipergunakan dalam perlakuan pemberian pakan.

  1. Botol semprot (sprayer) untuk mencampurkan propolis dengan pakan.
  2. Jangka sorong dan mistar untuk mengkur panjang ikan.
  3. Thermometer, DO meter, pH meter, dan Amonia-Nitrogen Test Kit untuk pengukuran kualitas air.
  4. Mikroskop kamera untuk pengamatan jenis kelamin benih nila merah.

      3.2.2.   Bahan

            Bahan yang dipergunakan dalam penelitian ini antara lain adalah :

  1. Larva nila merah umur 7-10 hari sebanyak 1.000 ekor dengan ukuran yang seragam.
  2. Propolis 1 botol @ 30 ml, yang digunakan sebanyak 18 ml untuk perlakuan pemberian pakan.
  3. Alkohol 70% sebanyak 1 L yang digunakan untuk melarutkan propolis sebelum dicampurkan ke pakan.
  4. Pakan buatan dalam bentuk tepung, memiliki kandungan protein 40%  untuk benih nila merah.

 

3.3.  Metode Penelitian

Metode penelitian yang digunakan adalah eksperimental dan rancangan penelitian yang digunakan adalah dengan Rancangan Acak Lengkap (RAL) yang terdiri atas 4 perlakuan dan 3 kali ulangan. Pemberian propolis pada pakan buatan  untuk diberikan pada benih nila merah dengan konsentrasi yang berbeda yaitu sebagai berikut :

  • Perlakuan A  = Tanpa penambahan propolis (sebagai kontrol).
  • Perlakuan B  = Penambahan propolis 3 ml/kg pakan
  • Perlakuan C  = Penambahan propolis 6 ml/kg pakan
  • Perlakuan D  = Penambahan propolis 9 ml/kg pakan

20

3.4.   Prosedur Kerja

       3.4.1.  Tahap Persiapan

            Tahap persiapan meliputi alat dan bahan, penataan akuarium dan pembuatan stok pakan ikan. Wadah yang digunakan untuk pemeliharaan adalah berukuran 80 x 40 x 40 cm3. Panjang akuarium ini disekat menjadi 2 bagian sehingga masing-masing ukuran ruang sekat adalah 40 x 40 x 40cm3. Masing-masing ruang sekat/media pemeliharaan diisi 100 ekor benih nila merah dengan volume air dalam akuarium adalah 50 liter. Untuk menyuplai oksigen, akuarium dilengkapi dengan selang aerasi. Sebelum diberi perlakuan benih diaklimatisasi terlebih dahulu selama 2 hari.

       3.4.2.  Pengkayaan Pakan dengan Propolis

Bahan propolis yang digunakan yaitu propolis komersil yang merupakan propolis lokal yang diekstrak dengan medium madu randu berkualitas. Konsentrasi propolis ini sekitar 20%, lebih tinggi dari propolis lainnya yang hanya 15%. Pakan yang digunakan adalah pakan buatan dalam bentuk tepung dengan memiliki kandungan protein 40%.

Adapun prosedur yang dilakukan sebagai berikut :

  1. Menyiapkan propolis yang akan digunakan sesuai dengan kebutuhan konsentrasi masing-masing perlakuan.
  2. Menimbang pakan yang dibutuhkan untuk larva sebanyak 3 kg pakan yang akan digunakan selama perlakuan.
  3. Propolis yang sudah disiapkan kemudian dilarutkan kedalam alkohol 70% sebanyak 250 ml/kg pakan dimasukkan kedalam botol semprot (sprayer) dengan menggunakan pipet. Botol semprot ditutup rapat dan dikocok sampai larutan propolis dan alkohol di dalamnya homogen. Larutan tersebut lalu disemprotkan merata ke pakan yang disimpan dalam baskom/nampan sambil diaduk hingga merata.
  4. Pakan dikeringudarakan hingga alkoholnya   menguap. Pakan dipersiapkan untuk diberikan selama 40 hari.

3.4.3.   

21

Pemeliharaan Larva Selama Perlakuan

Lama  waktu  perlakuan pakan dengan propolis adalah selama 40 hari. Sedangkan pemeliharaan selanjutnya diberikan pakan tanpa pengkayaan propolis sampai pengamatan/identifikasi alat kelamin sekunder terlihat jelas. Benih nila merah diberi perlakuan metode  pakan yakni Feeding Rate (FR) dan Feeding Frequency (FF). Perlakuan FR yang diberikan adalah 40%, 30%, dan 10% per 10 hari. Perlakuan FF  yang  diberikan adalah 3 kali/hari, yaitu pagi (07.00 WIB), siang (12.00 WIB) dan sore hari (17.00 WIB). Pemberian FR dan FF dilakukan sama untuk ikan perlakuan maupun pada ikan kontrol.

Selama pemeliharaan dilakukan pengontrolan kualitas air, yaitu parameter suhu, DO, pH dan amoniak media pemeliharaan yaitu mulai pada awal penebaran benih nila merah, selanjutnya secara berkala setiap 10 hari. Selain pengontrolan suhu air, dilakukan penyiphonan pada dasar akuarium apabila terdapat kotoran/sisa pakan dan pergantian air sebanyak 30% dari volume total. Selain itu, penimbangan bobot dan ukuran panjang benih dilakukan pada awal penebaran selanjutnya sampling setiap 10 hari sekali untuk mengetahui perkembangan bobot ikan dan menentukan jumlah  pakan yang  akan diberikan di minggu pemeliharaan  selanjutnya.

3.5.  Parameter Pengamatan

Pemeliharaan lanjutan benih nila merah sampai berumur 77 hari ini agar supaya jenis kelamin dapat diidentifikasi secara jelas dengan menggunakan metode morfologi yaitu pengamatan secara visual pada jenis kelamin yang terbentuk pada ikan, tahap pertama adalah menghitung tingkat kelulushidupan (survival rate/SR), kemudian dilanjutkan dengan tahap pengamatan jenis kelamin pada benih nila merah. Dalam menentukan keberhasilan teknik sex reversal ini dengan menggunakan rumus sebagai berikut (Gusrina, 2008) :

3.5.1.     

22

Tingkat kelulushidupan ikan (Survival Rate/SR)

SR =  x 100%

3.5.2.      Sex reversal

% jantan  =  x 100%

% betina  =  x 100%

Idenfikasi jenis kelamin secara morfologi dilakukan secara acak pada masing-masing wadah perlakuan dengan menggunakan sampel sebanyak 30 ekor larva/akuarium. Sehingga total benih nila merah untuk sampel pengamatan nisbah kelamin jantan atau betina adalah 360 ekor. Sebaliknya, apabila dalam identifikasi jenis kelamin secara morfologi ini belum dapat diidentifikasi secara jelas maka dilanjutkan dengan analisisa berdasarkan metode histologis/asetokarmin, yaitu pengamatan gonad ikan nila merah dengan menggunakan mikroskop.

 

3.6.  Analisis Data

            Pengaruh perlakuan terhadap parameter pengamatan dianalis dengan menggunakan analisis sidik ragam dengan uji F, apabila terdapat perbedaan nyata (signifikant) antar perlakuan, selanjutnya dilanjutkan dengan Uji Jarak Berganda Duncan dengan derajat kepercayaan 95% (Gaspersz, 1995).

 

 

 

 

 

 

 

BAB IV

HASIL DAN PEMBAHASAN

 

 

4.1.  Tingkat Kelulushidupan (Survival Rate/SR)

Hasil penelitian menunjukkan bahwa tingkat kelulushidupan pada benih nila merah yang berbeda pada setiap perlakuan. Hasil analisis sidik ragam pada taraf 95% menunjukkan bahwa pemberian pakan buatan yang diperkaya propolis dengan konsentrasi 3 ml/kg pakan, 6 ml/kg pakan, dan 9 ml/kg pakan yang diberikan pada benih nila merah memberikan pengaruh yang tidak nyata terhadap kelulushidupan benih nila merah (Lampiran 4).

Pengamatan tingkat kelulushidupanikan merupakan faktor yang sangat penting dalam mengukur  kemampuan dan toleransi ikan untuk hidup terhadap pakan yang diberi perlakuan dengan bahan propolis. Rata-rata tingkat kelulushidupan benih nila merah selama penelitian lebih dari 67,33% pada berbagai konsentrasi pakan perlakuan. Data hasil tingkat kelulushidupanikan dari masing-masing perlakuan nila merah tertera pada Tabel 5.

Tabel  5.  Rata-rata tingkat kelulushidupan (Survival Rate/SR) nila merah selama penelitian.

 

Perlakuan

Kelulushidupan (%)

A

69,67

B

67,33

C

72,33

D

69

 

Dari hasil tersebut maka dapat digambarkan kedalam bentuk grafik sebagaimana tertera pada Gambar 5.

23

24

Gambar 5.  Kelulushidupan ikan nila merah selama penelitian

Pada gambar 5 di atas menujukan bahwa tingkat kelulushidupan tertinggi diperoleh pada pemberian pakan diperkaya propolis dengan konsentrasi 6 ml/kg pakan yaitu 72,33%, hasil ini lebih tinggi dari peneliti pada nila merah sebelumnya sebesar 65,38% dengan konsentrasi propolis 3 ml/kg pakan (Anwar, 2009), sebaliknya lebih rendah bila dibandingkan dengan hasil yang diteliti oleh Larasati (2010), yaitu 76,67% dengan konsentrasi 5 ml/kg pakan. Dari data tingkat kelulushidupan yang tinggi tersebut maka dapat disimpulkan bahwa pemberian pakan yang diperkaya propolis tidak berpengaruh negatif maupun bersifat toksin terhadap benih nila merah di setiap konsentrasi pakan perlakuan sehingga propolis layak dan sangat efektif untuk digunakan dalam teknologi budidaya sebagai bahan alami yang ramah lingkungan dan bersifat immunstimulan.

Penyebab kematian ikan terbanyak terjadi pada 10 hari awal pemeliharaan. Hal ini diyakini karena pada bak penampungan air terdapat bibit-bibit penyakit yang disampaikan oleh teknisi hatchery serta kematian ikan yang ditandai dengan adanya pendarahan pada bagian insang, sehingga harus dilakukan pencucian dan penggantian air terlebih dahulu secara total pada bak penampungan. Selain itu, penggunaan pakan dengan kandungan protein yang tinggi yaitu 40% yang diperkaya propolis serta perlakuan feeding rate 40% dari biomassa ikan dan feeding frequency 3 kali/hari, hal ini menimbulkan kekeruhan media pemeliharaan begitu cepat yang diakibatkan oleh sisa-sisa pakan, partikel tersuspensi serta hasil akhir dari metabolisme yaitu feses sehingga memberikan warna gelap pada akuarium dan menurunkan kualitas air media terutama tingginya amoniak dan rendahnya DO maupun suhu media (Lampiran 5.). Faktor lain adalah kondisi diluar kontrol seperti aliran listrik yang sering terputus, aerator yang kurang memadai (kekuatan untuk menghasilkan udara kecil), serta kurang kehati-hatian (human error) pada saat penyiponan yang sering mengakibatkan ikan ikut terbawa air  melalui selang sipon yang mengakibatkan ikan stress bahkan merusak bagian sisik dan sirip benih nila merah.

25

4.2.  Nisbah Kelamin Jantan

Nisbah kelamin jantan ikan nila merah dilakukan dengan cara mengidentifikasi morfologi benih ikan nila merah yaitu pengamatan pada alat kelamin sekunder (Lampiran 10). Pada saat itu ikan berumur 76 hari dari perlakuan. Hal ini sedikit berbeda dengan perencanaan sebelumnya bahwa setelah 2 bulan dilakukan pengamatan nisbah kelamin, namun karena pada umur tersebut dimorfisme seksual yang belum jelas antara jantan dan betina sehingga dilakukan pemeliharaan lebih lanjut. Hal ini sesuai dengan pendapat dari Gusrina (2008), Setelah dilakukan aplikasi teknologi seks reversal pada individu ikan, maka harus dilakukan uji progeny. Uji progeny ini untuk menentukan apakah ikan yang telah ditreatment tersebut sudah berubah kelamin.  Terdapat dua metode yang digunakan dalam identifikasi jenis kelamin, yaitu  metode histologist/asetokarmin dan motode morfologi.

Hasil pengamatan secara morfologi alat kelamin sekunder nilai presentasi jantan pada setiap perlakuan yaitu antara 44,44 – 83,33%. Data hasil pengamatan nisbah kelamin dari masing-masing perlakuan ikan nila merah tertera pad Table 6.

26

Tabel 6. Jumlah rata-rata nila jantan dan betina hasil pengamatan

Perlakuan

              Nisbah kelamin (%)

Jantan

Betina

A

B

C

D

44,44    a

73,33    c

83,33    d

65,56    b

55,56

26,67

16,67

34,44

Keterangan : Nilai rata-rata presentase ikan nila jantan tiap perlakuan yang diikuti huruf kecil yang tidak sama memberikan pengaruh yang berbeda nyata menurut uji Duncan pada taraf 95%.

Hasil penelitian menunjukkan bahwa nisbah kelamin pada benih nila merah yang berbeda pada setiap perlakuaan. Namun, dari hasil analisis sidik ragam dan uji Duncan pada taraf 95% untuk nisbah kelamin jantan menunjukkan bahwa dengan pemberian pakan buatan yang diperkaya propolis dengan konsentrasi 3 ml/kg pakan, 6 ml/kg pakan, dan 9 ml/kg pakan yang diberikan pada benih nila merah memberikan pengaruh yang sangat berbeda nyata terhadap nisbah kelamin jantan (Lampiran 6). Sedangkan hasil analisis uji sidik ragam pada taraf 5% untuk nisbah kelamin betina menunjukkan tidak berbeda nyata antar perlakuan konsentrasi (Lampiran 7).

Dari hasil jumlah nila jantan dan betina pada Tabel 6 diatas maka dapat digambarkan kedalam bentuk grafik sebagaimana tertera pada Gambar 6.

Gambar 6.  Nisbah kelamin jantan dan betina ikan nila merah

27

Pada Gambar 6 di atas menujukan bahwa nisbah kelamin jantan tertinggi diperoleh pada pemberian pakan diperkaya propolis dengan konsentrasi 6 ml/kg pakan yaitu 83,33%, hasil ini lebih tinggi dari peneliti pada nila merah sebelumnya sebesar 65,38% dengan kosentrasi propolis 3 ml/kg pakan (Anwar, 2009), dan pada nila merah oleh Larasati (2010) yaitu 76,67% dengan dosis 5 ml/kg pakan. Hasilnya menunjukkan bahwa peningkatan konsentrasi propolis akan meningkatkan nisbah kelamin jantan yang dihasilkan. Hal ini berbeda dengan perlakuan dengan kosentrasi 9 ml/kg pakan yang presentasi kelamin jantannya menurun yaitu 65,56%, hal ini dikarenakan pemberian pakan yang diperkaya propolis dengan konsentrasi yang tinggi sehingga menimbulkan feedback negatif atau umpan balik negatif.

Menurut Zairin (2002), dosis hormon yang diberikan sangat berpengaruh terhadap sex reversal ikan. Pemberian dosis yang terlalu rendah akan menyebabkan proses pengarahan perubahan kelamin berlangsung kurang sempurna. Pemberian dosis yang tinggi akan menyebabkan kecenderungan ikan menjadi steril, populasi dan limbah sisa perlakuan yang dikhawatirkan mencemari lingkungan sehingga mempengaruhi perbandingan kelamin ikan. Penggunaan dosis biasanya dikaitkan dengan lama perlakuan. Dosis yang tinggi biasanya dilakukan dalam waktu yang pendek sedangkan dosis rendah diberikan dalam jangka waktu panjang.

Kemampuan propolis dalam meningkatkan nisbah kelamin ikan nila merah jantan diduga karena berhubungan dengan bahan aktif Chrysin dalam kandungan propolis sebagai salah satu jenis flavonoid. Bahan ini diyakini sebagai penghambat aromatisasi sehingga menurunkan konsentrasi estrogen yang mengarahkan kelamin menjadi jantan. Hal ini sesuai dengan pernyataan  Dean (2004), bahwa propolis memiliki komposisi yang dapat digunakan untuk pengarahan perubahan kelamin ikan menjadi jantan yaitu chrysin dan berbagai macam mineral. Chrysin merupakan salah satu bahan aktif alami yang mengandung flavonoid sebagai penghambat enzim aromatase atau yang lebih dikenal aromatase inhibitor. Aromatase merupakan enzim yang berfungsi sebagai katalis konversi testosteron (androgen) menjadi estradiol (estrogen).

4.3.

28

  Kualitas Air

Pengukuran kualitas air pada penelitian meliputi beberapa parameter yaitu, suhu, pH, oksigen terlarut (DO), dan amonia. Kualitas air diukur sebanyak 8 kali yaitu awal perlakuan, selanjutnya secara rutin setiap 10 hari sampai akhir pemeliharaan (Lampiran 5). Kualitas air setiap wadah perlakuan bervariasi, hal ini karena dipengaruhi oleh berbagai faktor antara lain partikel yang tersuspensi, feses, sisa pakan, tata letak wadah, cahaya, aerasi dan kepadatan ikan dalam wadah pemeliharaan. Kisaran kualitas air selama penelitian dapat dilihat pada Tabel 7.

 

Tabel 7. Kisaran kualitas air sampling selama penelitian.

Parameter

Nilai optimum

Nilai selama penelitian

Suhu (oC)

pH

DO (mg/L)

Amoniak (mg/L)

25-30*

7,0-8,0*

>3*

<1*

24,0-26,0

6,38-7,56

4,9-8,7

0,54-3

Keterangan : * Nilai Optimum (Boyd, 1990 dalam Larasati, 2010)

Tingkat kelulushidupan (SR) ikan nila merah sangat dipengaruhi oleh kualitas air. Air yang kurang baik dapat menyebabkan ikan lemah, nafsu makan menurun, dan mudah terserang penyakit sehingga dapat menyebabkan kematian.

Suhu air pada media penelitian berkisar antara 24-26oC. Suhu terendah saat penelitian yaitu 24oC karena adanya faktor dari luar yaitu turunnya hujan yang membawa angin yang dingin sehingga terjadinya difusi udara kedalam air wadah akuarium yang menyebabkan suhu air media menjadi turun. Suhu terendah ini relatif terjadi pada rak akuarium yang susunannya berada paling bawah, hal ini dikarenakan kondisi lantai yang sering basah sehingga suhu pada akuarium menjadi menurun. Akibat suhu air yang rendah ini mengakibatkan nafsu makan menurun, derajat metabolisme ikan pun rendah sehingga mengakibatkan pertumbuhan ikan menjadi lambat, serta ikan mengalami stress dapat menyebabkan kematian.

29

Derajat keasaman (pH) merupakan ukuran kosentrasi ion hydrogen yang menunjukkan suasana suatu perairan. Ukuran pH adalah 1-14 dengan angka 7 merupakan angka normal. Nilai pH yang baik untuk budidaya ikan pada siang hari berkisar antara 6,5-9. Pada pH 11, ikan dapat mati, tetapi terkadang kondisi ini masih dapat ditolerir oleh ikan nila. Derajat keasaman (pH) yang ideal untuk budidaya ikan berada pada kisaran 7-8 (Arie, 2004). Selama penelitian hasil pH yang didapat adalah 6,38-7,56. Kisaran tersebut masih layak untuk kelulushidupan ikan nila merah namun lambat untuk pertumbuhannya dan pada kisaran dibawah nilai pH 6,5.

Tabel 8Hubungan antara pH air dan kehidupan ikan budidaya

(M. Ghufran et. al, 2007).

pH air Pengaruh terhadap ikan budidaya
<4,5 Air bersifat racun bagi ikan
5-6,5 Pertumbuhan ikan menjadi terhambat dan ikan sangat sensitif terhadap bakteri dan parasit
6,5-9,0 Ikan mengalami pertumbuhan optimal
>9,0 Pertumbuhan ikan terhambat

DO (dissolved ocsigen) merupakan kadar oksigen terlarut didalam air sangat diperlukan oleh organisme akuatik. Oksigen merupakan salah satu faktor pembatas, sehingga bila ketersediaannya didalam air tidak mencukupi kehidupan biota budidaya, maka segala aktifitas biota akan terhambat (M. Ghufran et. al, 2007). Kisaran DO yang didapat pada saat penelitian adalah 4,9-8,7 mg/L, melebihi nilai optimum (>3 mg/L), hal ini karena pada media pemeliharaan diberi aerasi, kadar tersebut baik untuk pertumbuhan dan kelulushidupan ikan nila merah.

30

Amoniak dalam air dapat berasal dari proses metabolisme ikan dan proses bahan organik oleh bakteri. Menurut M. Ghufran et al, (2007), pada budidaya ikan atau udang intensif yang menerapkan padat penebaran tinggi dan pemberian pakan secara intensif, penimbunan limbah kotoran terjadi sangat cepat. Sebagian besar pakan yang dimakan oleh ikan akan dirombak menjadi daging atau organ tubuh, sedangkan sisanya dibuang berupa kotoran padat (feses) dan terlarut (amonia). Feses dikeluarkan lewat anus, sedangkan amonia lewat insang (golongan hewan ammonotelic). Kotoran padat dan sisa pakan tidak termakan adalah bahan organik dengan kandungan protein tinggi yang diuraikan menjadi polipeptida, asam-asam amino dan akhirnya amino sebagai produk akhir yang terakumulasi didalam air tambak/kolam.

Berdasarkan hasil selama penelitian, kisaran amoniak yang didapat adalah 0,54-3 mg/L ini melebihi nilai optimum (<1 mg/L). Hal ini dikarenakan penggunaan pakan dengan kandungan protein yang tinggi yaitu 40% serta perlakuan feeding rate 40% dari biomassa ikan dan feeding frequency 3 kali/hari, hal ini menimbulkan kekeruhan media pemeliharaan begitu cepat yang diakibatkan oleh sisa-sisa pakan, partikel tersuspensi serta hasil akhir dari metabolisme yaitu feses sehingga memberikan warna gelap pada akuarium. Keadaan ini yang mengakibatkan tingginya amoniak pada media pemeliharaan sehingga bersifat racun yang dapat mengakibatkan rusaknya jaringan insang, dimana terjadinya pendarahan sehingga fungsinya sebagai alat pernapasan akan terganggu. Sebagai akibat lanjut, dalam keadaan kronis ikan akan mati. Pengukuran amoniak dilakukan 2 kali yaitu, pada awal penelitian dengan nilai 3 mg/L. Hal ini dikarenakan penyiponan pada media pemeliharaan 2 hari sekali. Selanjutnya penyiponan pada media pemeliharaan dilakukan setiap hari sebelum pemberian pakan pada ikan nila merah, pengukuran pada akhir penelitian dengan nilai 0,54 mg/L,

 

BAB V

KESIMPULAN DAN SARAN

 

 

5.1.  Kesimpulan

Dari hasil penelitian yang dilakukan, dapat disimpulkan bahwa :

  1. Penggunaan propolis dalam pakan buatan sangat efektif dan dapat digunakan sebagai bahan alternatif pengganti hormon 17 α-Metyl Testoesteron untuk sex reversal ikan nila.
  2. Pemberian propolis pada pakan buatan dengan konsentrasi 6 ml/kg pakan, menghasilkan jumlah nila jantan tertinggi yaitu sebesar 83,33%.
  3. Penggunaan propolis dengan kosentrasi 3, 6, dan 9 ml/kg pakan tidak berpengaruh negatif terhadap tingkat kelulushidupan ikan nila selama 77 hari. Tingkat kelulushidupan tertinggi yaitu 72,33% pada perlakuan C.

5.2.  Saran

Saran yang dapat diajukan adalah  untuk mendapatkan hasil ikan nila jantan tertinggi, dianjurkan penggunaan propolis konsentrasi 6 ml/kg pakan. Serta perlu dilakukan penelitian lebih lanjut mengenai konsentrasi 9 ml/kg pakan yang mengakibatkan feedback negatif atau umpan balik negatif ikan menjadi betina.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

31

 

DAFTAR ACUAN

Anwar, D. 2010. Sex Reversal Pada Ikan Nila Merah Orechromis sp. Melalui Pemberian Propolis Yang Dicampur Dalam Pakan Buatan. Skipsi. Fakultas Perikanan dan Ilmu Kelautan Institut Pertanian Bogor. Bogor

Anwar D., Ahmad D., dan Edriani G. 2009. Potensi Madu Sebagai Pengganti Hormon Sintetik Untuk Sex Reversal Dalam Akuakultur. Program Kreativitas Mahasiswa (PKM) Institut Pertanian Bogor. Bogor

Arie. 2004. Pembenihan dan Pembesaran Nila Gift. Jakarta. Penebar Swadaya

Ariyanto, D. 2010. Diferensiasi Kelamin dan Performansi Tiga Genotipe Ikan Nila yang diberi Bahan Aromatase Inhibitor hingga tahap Pembesaran. Tesis. Program Studi Ilmu Akuakultur Institut Pertanian Bogor. Bogor

Amalia. 2012. http://fisherist.blogspot.com. (Diakses  6 Mei 2012)

Dean, W. 2004. http://www.vrp.com/hormone-support/chrysin-is-it-an-effective-aromatase-inhibitor. (Diakses  09 November 2011)

Gusrina, 2008.Budidaya Ikan Jilid 1  untuk SMK. Jakarta : Direktorat Pembinaan Sekolah Menengah Kejuruan, Direktorat Jenderal Manajemen Pendidikan Dasar dan Menengah, Departemen Pendidikan Nasional

Gaspersz, V. 1995. Teknik Analisis Dalam Penelitian Percobaan. Bandung. Tarsito

Hasan, A. E. Zainal. 2010. Sehat dan Cantik dengan Propolis. Bogor : IPB Press

Iskandar, A. 2003. Budidaya Nila Merah. Bandung : Karya Putra Darwati

32

Larasati, A. K. 2010. Pengaruh Pemberian Pakan yang Diperkaya Propolis Terhadap Sex Reversal Nila. Skripsi. Fakultas Perikanan dan Ilmu Kelautan Universitas Padjadjaran, Jatinangor

33

M. Ghufran., H. Kordi K, dan A. Baso Tancung. 2007. Pengelolaan Kualitas Air : dalam Budidaya Perairan. Jakarta. PT. Rineka Cipta

Suyanto, S. Rachmatun. 2011. Pembenihan dan Pembesaran Nila. Jakarta : Penebar Swadaya

Santoso, B. 1996. Budidaya Ikan Nila. Yogyakarta : Kansius

Zairin, M. 2002. Sex Reversal : Memproduksi Benih Ikan Jantan atau Betina. Jakarta. Penebar Swadaya

INTERNET :

-          Budidaya Ikan Nila

(Diakses  06 Desember 2011)

-           Propolis                             

35

Lampiran 1. Media Pemeliharaan Benih Nila Merah

  • Akuarium Pemeliharaan benih nila merah sampai umur 77 hari

Tampak dari depan

  • Tata letak wadah pemeliharaan benih nilah merah

 

B3

D1

A3

C2

B2

A1

C3

D2

D3

C1

B1

A2

Keterangan :

A = Akuarium pemeliharaan ikan perlakuan A (Control)

B = Akuarium pemeliharaan ikan perlakuan B (3 ml/kg pakan)

C = Akuarium pemeliharaan ikan perlakuan C (6 ml/kg pakan)

D = Akuarium pemeliharaan ikan perlakuan D (9 ml/kg pakan)

1,2,3 = Ulangan

36

Lampiran 2. Skema Pembuatan Pakan Perlakuan Dengan Propolis

37

Lampiran 3. Tingkat Kelulushidupan (Survival Rate/SR) Benih Nila Merah 

                       Selama Penelitian.

 

SR =  x 100%

 

Perlakuan

Jumlah nila

Awal (Ekor)

Akhir

Rata-rata

%

Ekor

%

A1

A2

A3

100

100

100

70

72

67

70

72

67

69,67

B1

B2

B3

100

100

100

69

58

75

69

58

75

67,33

C1

C2

C3

100

100

100

66

78

73

66

78

73

72,33

D1

D2

D3

100

100

100

81

69

57

81

69

57

69

38

Lampiran 4. Data Tingkat Kelulushidupan Benih Nila Merah (%)

 

Konsentrasi propolis

Ulangan

Total (Y)

Rataan

1

2

3

0 ml/kg

70

72

67

209

69,67

3 ml/kg

69

58

75

202

67,33

6 ml/kg

66

78

73

217

72,33

9 ml/kg

81

69

57

207

69

Jumlah

286

277

272

835

278,33

Data Hasil Transformasi Arcsin

Konsentrasi propolis

Ulangan

Total (Y)

Rataan

1

2

3

0 ml/kg

56,79

58,05

54,94

169,78

56,59

3 ml/kg

56,17

49,6

60,00

165,77

55,26

6 ml/kg

53,33

62,03

58,69

174,05

58,02

9 ml/kg

64,16

56,17

49,02

169,35

56,45

Jumlah

230,45

225,85

222,65

678,95

226,32

 

Perhitungan Analisis Ragam

  1. Faktor Koreksi (FK)

=

=

=     38414,43

39

Jumlah Kuadrat Total (JKT)

=

=     {38414,43

=     38639,40 – 38414,43

=     224,97

  1. Jumlah Kuadrat Perlakuan (JKP)

=

=

=     38425,92 – 38414,43

=     11,49

  1. Jumlah Kuadrat Galat (JKG)

=     JKT – JKP

=     224,97 – 11,49

=     213,48

  1. Derajat Bebas (DB)

=     (t-1) = 4-1= 3

  1. Kuadrat Tengah Perlakuan (KTP)

=

=

=     3,83

40

Kuadrat Tengah Galat (KTG)

=

=

=     26,69

  1. F Hitung   =

=

=     0,14

Daftar  Analisis Ragam

Sumber Ragam

dB

JK

KT

F Hitung

F Tabel

5%

Perlakuan

3

11,49

3,83

0,14

4,07

Galat

8

13,48

26,69

Total

11

Keterangan :  F hitung < F table = tidak berbeda nyata (non significant) pada  taraf  kepercayaan  95%

41

Lampiran 5.  Jumlah Nila Jantan dan Betina Hasil Pengamatan

IJ = (Ij/Is) x 100%

Dimana:

IJ = Persentase kelamin betina (%)

Ij = Jumlah ikan berkelamin betina (ekor)

Is = Jumlah sampel ikan yang diamati (ekor)

Perlakuan

Total ikan

(ekor)

Ikan yang diamati (ekor)

Jantan

Betina

Ekor

%

Rataan %

Ekor

%

Rataan %

A1

A2

A3

100

100

100

30

30

30

13

11

16

43,33

36,67

53,33

44,44

17

19

14

56,67

63,33

46,67

55,56

B1

B2

B3

100

100

100

30

30

30

22

20

24

73,33

66,67

80,00

73,33

8

10

6

26,67

33,33

20,00

26,67

C1

C2

C3

100

100

100

30

30

30

26

24

25

86,6780,00

83,33

83,33

4

6

5

13,3320,00

16,67

16,67

D1

D2

D3

100

100

100

30

30

30

20

18

21

66,67

60,00

70,00

65,56

10

12

9

33,33

40,00

30,00

34,44

42

Lampiran 6.  Jumlah Nila Jantan (%)

Konsentrasi propolis

Ulangan

Total (Y)

Rataan

1

2

3

0 ml/kg

43,33

36,67

53,33

133,33

44,44

3 ml/kg

73,33

66,67

80,00

220,00

73,33

6 ml/kg

86,67

80,00

83,33

250,00

83,33

9 ml/kg

66,67

60,00

70,00

196,67

65,56

Jumlah

270,00

243,34

286,66

800,00

266,67

Data Hasil Transformasi Arcsin

Konsentrasi propolis

Ulangan

Total (Y)

Rataan

1

2

3

0 ml/kg

41,15

37,23

46,89

125,27

41,76

3 ml/kg

58,89

54,70

63,44

177,03

59,01

6 ml/kg

68,53

63,44

65,88

197,85

65,95

9 ml/kg

54,70

50,77

56,79

162,26

54,09

Jumlah

223,27

206,14

233,00

662,41

220,80

 

Perhitungan Analisis Ragam

  1. Faktor Koreksi (FK)

=

=

=     36565,58

43

Jumlah Kuadrat Total (JKT)

=

=     {

=     37618,78 – 36565,58

=     1053,2

  1. Jumlah Kuadrat Perlakuan (JKP)

=

=

=     37501,71 – 36565,58

=     936,13

  1. Jumlah Kuadrat Galat (JKG)

=     JKT – JKP

=     1053,2 – 936,13

=     117.07

  1. Derajat Bebas (DB)

=     (t-1) = 4-1= 3

  1. Kuadrat Tengah Perlakuan (KTP)

=

=

=     312,04

44

Kuadrat Tengah Galat (KTG)

=

=

=     14,63

  1. F Hitung    =

=

=     21,33

Daftar  Analisis Ragam

Sumber Ragam

dB

JK

KT

F Hitung

F Tabel

5%

Perlakuan

3

936,13

312,04

21,33

4,07

Galat

8

117.07

14,63

Total

11

Keterangan :  =  Berbeda nyata (sangat significant) pada  taraf  kepercayaan  95%

 

Uji  Beda Jarak Berganda  Duncan

Sx =    = 1,274

Nilai SSR dan LSR pada derajat bebas 8 dan p: 2,3 dan 4

LSR= SSR x Sx

            P

2

3

4

SSR 5%

3,26

3,39

3,47

LSR

4,15

4,32

4,42

45

Perbandingan Jantan Antar Perlakuan

Konsentrasi  Propolis

Rata-rata

Selisih

LSR

Notasi

A

D

B

0 ml/kg

9 ml/kg

3 ml/kg

6 ml/kg

41,76

54,09

59,01

65,95

12,33

17,25

24,19

4,92

11,86

6,94

4,15

4,32

4,42

a

b

c

d

Keterangan : Tiap perlakuan yang diikuti huruf kecil yang tidak sama memberikan pengaruh yang berbeda nyata menurut uji Duncan pada taraf 95%.

46

Lampiran 7.  Jumlah Nila Betina (%)

Konsentrasi propolis

Ulangan

Total (Y)

Rataan

1

2

3

0 ml/kg

56,67

63,33

46,67

166,67

55,56

3 ml/kg

26,67

33,33

20,00

80,00

26,67

6 ml/kg

13,33

20,00

16,67

50,00

16,67

9 ml/kg

33,33

40,00

30,00

103,33

34,44

Jumlah

130,00

156,66

113,34

400,00

133,33

Data Hasil Transformasi Arcsin

Konsentrasi propolis

Ulangan

Total (Y)

Rataan

1

2

3

0 ml/kg

48,79

52,71

43,05

144,55

48,18

3 ml/kg

31,05

35,24

26,56

92,85

30,95

6 ml/kg

21,39

26,56

24,04

71,99

24,00

9 ml/kg

35,24

39,23

33,21

68,45

34,23

Jumlah

136,47

114,51

126,86

377,84

137,36

 

Perhitungan Analisis Ragam

  1. Faktor Koreksi (FK)

=

=

=     11896,92

  1. Jumlah Kuadrat Total (JKT)

=

=     {

=     15548,15 – 11896,92

=     3651,23

47

Jumlah Kuadrat Perlakuan (JKP)

=

=

=     13127,93 – 11896,92

=     1231,01

  1. Jumlah Kuadrat Galat (JKG)

=     JKT – JKP

=     3651,23 – 1231,01

=     2420,22

  1. Derajat Bebas (DB)

=     (t-1) = 4-1= 3

  1. Kuadrat Tengah Perlakuan (KTP)

=

=

=     410,34

  1. Kuadrat Tengah Galat (KTG)

=

=

=     302,53

  1. F Hitung    =

=

=     1,36

48

Daftar  Analisis Ragam

Sumber Ragam

dB

JK

KT

F Hitung

F Tabel

5%

Perlakuan

3

1231,01

410,34

1,36

4,07

Galat

8

2420,22

302,53

Total

11

Keterangan :  F hitung < F tabel = tidak berbeda nyata (non significant) pada  taraf  kepercayaan  95%

49

 

Lampiran 8.  Biomassa, Kualitas Air dan Mortalitas Benih Ikan Nila Merah Selama Penelitian

Tanggal pengambilan data : 01 Februari 2012

Perlakuan

Biomassa

Kualitas Air

Mortalitas

Natalitas

Ket

Panjang Sempel

rata-rata (cm)

Bobot Sampel

Total rata-rata (g/100 ekor)

Suhu (°C)

pH

DO (mg/L)

Amoniak (mg/L)

A1

1,3

14,45

25,2

7,42

5,1

-

-

100

A2

1,3

14,45

24,7

7,56

5,2

-

-

100

A3

1,3

14,45

25,4

7,51

5,0

-

-

100

B1

1,3

14,45

24,9

7,39

5,0

-

-

100

B2

1,3

14,45

25,3

7,38

5,0

-

-

100

B3

1,3

14,45

25,5

7,41

4,9

-

-

100

C1

1,3

14,45

24,8

7,49

5,2

-

-

100

C2

1,3

14,45

25,3

7,41

5,0

-

-

100

C3

1,3

14,45

24,9

7,40

5,1

-

-

100

D1

1,3

14,45

25,5

7,40

4,9

-

-

100

D2

1,3

14,45

24,9

7,38

5,1

-

-

100

D3

1,3

14,45

24,8

7,38

5,2

-

-

100

50

Tanggal pengambilan data : 10 Februari 2012

Perlakuan

Biomassa

Kualitas Air

Mortalitas

Natalitas

Ket

Panjang Sempel

rata-rata (cm)

Bobot Sampel

Total rata-rata (g/100 ekor)

Suhu (°C)

pH

DO (mg/L)

Amoniak (mg/L)

A1

1,9

20,1

25,7

6,41

5,0

3

20

80

A2

1,9

20,1

24,8

6,53

5,0

3

17

83

A3

1,9

20,1

25,6

6,39

5,3

3

21

79

B1

1,9

20,1

24,9

6,41

5,1

3

23

77

B2

1,9

20,1

25,6

6,42

5,1

3

29

71

B3

1,9

20,1

26,1

6,51

5,2

3

17

83

C1

1,9

20,1

24,8

6,50

4,9

3

12

88

C2

1,9

20,1

26,3

6,39

5,0

3

19

81

C3

1,9

20,1

26,1

6,38

5,1

3

17

83

D1

1,9

20,1

26,3

6,42

5,1

3

14

86

D2

1,9

20,1

26,0

6,51

5,1

3

18

82

D3

1,9

20,1

24,8

6,51

5,1

3

31

69

51

Tanggal pengambilan data : 20 Februari 2012

Perlakuan

Biomassa

Kualitas Air

Mortalitas

Natalitas

Ket

Panjang Sempel

rata-rata (cm)

Bobot Sampel

Total rata-rata (g/100 ekor)

Suhu (°C)

pH

DO (mg/L)

Amoniak (mg/L)

A1

2,5

42,05

25

6,66

7,7

-

28

72

A2

2,5

42,05

25

7,04

7,6

-

22

78

A3

2,5

42,05

24

7,08

7,7

-

24

76

B1

2,5

42,05

24,5

6,98

7,8

-

29

71

B2

2,5

42,05

25,5

7,05

7,8

-

31

69

B3

2,5

42,05

24

7,09

7,8

-

22

78

C1

2,5

42,05

25

6,94

7,7

-

29

71

C2

2,5

42,05

24

7,07

7,6

-

20

80

C3

2,5

42,05

25

7,08

7,7

-

25

75

D1

2,5

42,05

24,5

7,01

7,7

-

18

82

D2

2,5

42,05

24,5

7,07

7,7

-

30

70

D3

2,5

42,05

24,5

7,08

7,7

-

41

59

52

Tanggal pengambilan data : 01 Maret 2012

Perlakuan

Biomassa

Kualitas Air

Mortalitas

Natalitas

Ket

Panjang Sempel

rata-rata (cm)

Bobot Sampel

Total rata-rata (g/100 ekor)

Suhu (°C)

pH

DO (mg/L)

Amoniak (mg/L)

A1

4,2

85,25

24,5

7,21

8,7

-

31

69

A2

4,2

85,25

25

7,21

8,5

-

27

73

A3

4,2

85,25

24,7

7,26

8,2

-

31

69

B1

4,2

85,25

24,5

7,24

8,4

-

30

70

B2

4,2

85,25

25,3

7,23

8,4

-

39

61

B3

4,2

85,25

24,5

7,23

8,3

-

24

76

C1

4,2

85,25

24

7,24

8,2

-

32

68

C2

4,2

85,25

24,7

7,26

8,2

-

22

78

C3

4,2

85,25

24,5

7,26

8,2

-

26

74

D1

4,2

85,25

24,5

7,27

8,2

-

18

82

D2

4,2

85,25

24,5

7,26

8,1

-

30

70

D3

4,2

85,25

25

7,28

8,1

-

43

57

53

Tanggal pengambilan data : 10 Maret 2012

Perlakuan

Biomassa

Kualitas Air

Mortalitas

Natalitas

Ket

Panjang Sempel

rata-rata (cm)

Bobot Sampel

Total rata-rata (g/100 ekor)

Suhu (°C)

pH

DO (mg/L)

Amoniak (mg/L)

A1

5,7

135,45

25,6

7,3

8,5

-

32

68

A2

5,7

135,45

24,8

7,0

8,7

-

28

72

A3

5,7

135,45

25,7

7,1

8,7

-

31

69

B1

5,7

135,45

24,9

7,1

8,7

-

30

70

B2

5,7

135,45

25,7

7,1

8,5

-

41

59

B3

5,7

135,45

25,6

7,2

8,7

-

25

75

C1

5,7

135,45

24,9

7,2

8,7

-

32

68

C2

5,7

135,45

25,5

7,0

8,6

-

22

78

C3

5,7

135,45

25,5

7,4

8,7

-

27

73

D1

5,7

135,45

25,5

7,1

8,7

-

19

81

D2

5,7

135,45

25

7,4

8,7

-

30

70

D3

5,7

135,45

24,7

7,4

8,7

-

43

57

54

Tanggal pengambilan data : 20 Maret 2012

Perlakuan

Biomassa

Kualitas Air

Mortalitas

Natalitas

Ket

Panjang Sempel

rata-rata (cm)

Bobot Sampel

Total rata-rata (g/100 ekor)

Suhu (°C)

pH

DO (mg/L)

Amoniak (mg/L)

A1

6,3

220,7

24,5

6,93

8,3

-

32

68

A2

6,3

220,7

25

6,96

8,1

-

28

72

A3

6,3

220,7

24,7

6,96

8,3

-

33

67

B1

6,3

220,7

24,5

6,96

8,4

-

31

69

B2

6,3

220,7

25,5

6,98

8,3

-

41

59

B3

6,3

220,7

24,5

6,93

8,2

-

25

75

C1

6,3

220,7

24

6,93

8,2

-

33

67

C2

6,3

220,7

24,7

6,92

8,1

-

22

78

C3

6,3

220,7

24,5

6,93

8,1

-

27

73

D1

6,3

220,7

24,5

6,94

8,1

-

19

81

D2

6,3

220,7

24,5

6,94

8,1

-

30

70

D3

6,3

220,7

24,5

6,94

8,3

-

43

57

55

Tanggal pengambilan data : 01 April 2012

Perlakuan

Biomassa

Kualitas Air

Mortalitas

Natalitas

Ket

Panjang Sempel

rata-rata (cm)

Bobot Sampel

Total rata-rata (g/100 ekor)

Suhu (°C)

pH

DO (mg/L)

Amoniak (mg/L)

A1

7,2

712,1

26

7,21

8,5

-

32

68

A2

7,2

712,1

26

7,20

8,5

-

28

72

A3

7,2

712,1

25,5

7,20

8,5

-

33

67

B1

7,2

712,1

25,5

7,20

8,6

-

31

69

B2

7,2

712,1

26

7,22

8,4

-

42

58

B3

7,2

712,1

26

7,20

8,5

-

25

75

C1

7,2

712,1

25,5

7,21

8,5

-

34

66

C2

7,2

712,1

26

7,21

8,6

-

22

78

C3

7,2

712,1

26

7,21

8,4

-

27

73

D1

7,2

712,1

26

7,21

8,4

-

19

81

D2

7,2

712,1

26

7,21

8,4

-

31

69

D3

7,2

712,1

25,5

7,21

8,5

-

43

57

56

Tanggal pengambilan data : 17 April 2012

Perlakuan

Biomassa

Kualitas Air

Mortalitas

Natalitas

Ket

Panjang Sempel

rata-rata (cm)

Bobot Sampel

Total rata-rata (g/100 ekor)

Suhu (°C)

pH

DO (mg/L)

Amoniak (mg/L)

A1

8,6

937,8

26

7,24

9,6

0,54

32

68

A2

8,6

937,8

25,5

7,27

9,6

0,54

28

72

A3

8,6

937,8

26

7,27

9,6

0,54

33

67

B1

8,6

937,8

26

7,25

9,5

0,54

31

69

B2

8,6

937,8

26

7,25

9,6

0,54

42

58

B3

8,6

937,8

26

7,25

9,6

0,54

25

75

C1

8,6

937,8

25,5

7,25

9,3

0,54

34

66

C2

8,6

937,8

26

7,24

9,6

0,54

22

78

C3

8,6

937,8

26

7,26

9,6

0,54

27

73

D1

8,6

937,8

26

7,26

9,4

0,54

19

81

D2

8,6

937,8

26

7,26

9,5

0,54

31

69

D3

8,6

937,8

25,5

7,26

9,3

0,54

43

57

57

Lampiran 9. Alat dan Bahan Penelitian

  • Alat dan bahan pembuatan stok pakan buatan yang dicampur dengan propolis
  • Timbangan digital untuk penimbangan pakan
  • Timbangan digital untuk penimbangan ikan
  • Mistar untuk pengukuran panjang ikan
  • DO meter
  • Alat pengukuran amoniak

58

  • pH Meter
  • Kaca loop 10x (kaca pembesar) untuk pengamatan kelamin sekunder ikan nila.

59

Lampiran 10.  Perbedaan Jenis Kelamin Jantan dan Betina

  • Ikan nila merah jantan
  • Ikan nila merah betina

RIWAYAT HIDUP

 

 

Penulis dilahirkan di Desa Loleolamo, Kec. Maba Selatan, Kab. Halmahera Timur, 09 Agustus 1984, adalah anak keenam (bungsu) dari enam bersaudara dari pasangan Bapak Saleh Malik dan Ibu Jena. Penulis menyelesaikan pendidikan dasar di SD Inpres Loleolamo, Kab. Halmahera Timur pada tahun 1997. Pada tahun 2000, penulis berhasil menyelesaikan pendidikan lanjutan pertama di SLTP Negeri 3 Maba, Kab. Halmahera Timur. Pada tahun 2003, penulis berhasil menyelesaikan pendidikan di SMU Swasta Bicoli, Kab. Halmahera Timur.

Pada tahun 2004, penulis mendapat kesempatan melalui Seleksi Beasiswa di Kab. Halmahera Timur untuk Program Diploma III yang diselenggarakan kerjasama antara VEDCA Cianjur dan UNSOED Purwokerto, dengan konsentrasi studi Pengelolaan Sumberdaya Perikanan, Fakultas Biologi. Penulis menyelesaikan Diploma III pada tahun 2007 dengan melakukan magang industri pada sebuah perusahan budidaya tiram mutiara CV. Duta Aru Indah, Kab. Halmahera Selatan, dan menyusun laporan yang berjudul “Pembenihan dan Pembesaran Budidaya Tiram Mutiara (Pinctada maxima)”.

Pada tahun 2011, penulis melanjutkan pendidikan Diploma IV melalui program alih jenjang Diploma III ke Diploma VI yang diselenggarakan atas kerjasama antara VEDCA Cianjur dan UNPAD Bandung pada Fakultas Perikanan dan Ilmu Kelautan.   Sebagai salah satu syarat untuk memperoleh gelar Sarjana Sains Terapan Perikanan (S.St.Pi) dalam bidang perikanan penulis melakukan penelitian dan menyusun Laporan Tugas Akhir yang berjudul ”Pengaruh Pemberian Pakan Buatan yang diperkaya Propolis Terhadap Sex Reversal dan Tingkat Kelulushidupan Benih Nila Merah (Oreochromis sp.)”

 

 

 

60

 

 

 

 

 

 

 

Identifikasi ektoparasit dan endoparasit pada ikan

BAB I

PENDAHULUAN

A.    Latar Belakang

Sektor kelautan dan perikanan merupakan salah satu sumber andalan dalam pembangunan perikanan di Indonesia. Produksi dari perikanan budidaya sendiri secara keseluruhan diproyeksikan meningkat dengan rata-rata 4,9 % per tahun. Target tersebut antara lain didasarkan atas dasar potensi pengembangan daerah perikanan budidaya yang memungkinkan di wilayah Indonesia. Melihat besarnya potensi pengembangan perikanan budidaya serta didukung peluang pasar internasional yang  masih terbuka luas, maka diharapkan sumbangan produksi perikanan budidaya semakin besar terhadap produksi nasional dan penerimaan devisa negara, keterkaitannya dalam penyerapan angkatan, serta peningkatan kesejahteraan petani/nelayan di Indonesia. Pada akhir tahun 2009, kontribusi dari produksi perikanan budidaya diharapkan dapat mencapai 5 juta ton dan ekspor sebesar US $ 6,75 milyar (Sukadi, 2004).

Untuk mencapai target produksi perikanan sesuai dengan yang diharapkan, berbagai permasalahan menghambat upaya peningkatan produksi tersebut, antara lain kegagalan produksi akibat serangan wabah penyakit ikan yang bersifat patogenik baik dari golongan parasit, jamur, bakteri, dan virus.

 Penyakit ikan biasanya timbul berkaitan dengan lemahnya kondisi ikan yang diakibatkan oleh beberapa faktor yaitu antara lain penanganan ikan, faktor pakan yang diberikan, dan keadaan lingkungan yang kurang mendukung. Pada padat penebaran  ikan yang tinggi jika faktor lingkungan  kurang menguntungkan misalnya kandungan zat asam dalam air  rendah, pakan yang diberikan kurang tepat baik jumlah maupun mutunya, penanganan ikan kurang sempurna, maka ikan akan  menderita stress. Dalam keadaan demikian ikan akan mudah terserang  oleh penyakit (Snieszko, 1973 ; Sarig, 1971).

Wabah penyakit ikan yang pertama di Indonesia terjadi pada tahun 1932 (Sachlan, 1952) yaitu ketika parasit Ichthyophthirius multifiliis menyebabkan banyak kematian pada ikan tawes (Puntius gonionotus). Kemudian pada tahun 1970 kasus wabah penyakit ikan yang disebabkan oleh Lernaea cyprinacea yang banyak menimbulkan kerugian pada produksi benih ikan mas. Pada tahun 1980 sampai  1983 dunia perikanan di Indonesia telah dirugikan dengan adanya  wabah penyakit bakterial yang kemudian terkenal dengan penyakit  merah yang banyak menimbulkan kerugian pada budidaya ikan mas dan  lele serta ikan-ikan lainnya. Dan pada tahun‑tahun berikutnya  penyakit tersebut menyebar hampir keseluruh Asia, dan kemudian  terkenal dengan sebutan penyakit Epizootic Ulcerative Syndrome  (EUS).

Pada usaha penanggulangan beberapa bahan kimia dan antibiotika telah banyak diteliti  kegunaannya untuk pemberantasa penyakit ikan. Namun demikian pengunaan bahan‑bahan tersebut diatas dirasakan banyak  menimbulkan masalah sampingan terlebih‑lebih apabila pemakaian  bahan tersebut tidak menuruti aturan. Maka penelitian sekarang  ditujukan kepada cara yang lebih effektip dan effisien yaitu  dengan usaha pencegahan. Penelitian tentang pemakaian vaksin baik  untuk panyakit bakterial maupun penyakit parasiter telah mulai dilakukan (Supriyadi dan Taupik, 1983). Selain itu penelitian pemilihan strain ikan yang tahan  terhadap penyakit ikan juga telah dilakukan (Supriyadi, 1986).

Petani ikan biasanya hanya berpikir bagaimana cara mengejar  hasil yang setinggi‑tingginya tanpa memikirkan masalah lain yang  sebenarnya sangat mendukung pada keberhasilan usaha budidaya. Salah satu contoh yang masih kurang diperhatikan adalah pemberian pakan yang tidak tepat  tanpa mengetahui apakah pakan tersebut dimakan oleh ikan atau tidak. Dengan banyaknya pakan yang tertimbun didasar perairan maka akan banyak menimbulkan masalah berupa pembusukkan pakan yang pada akirnya akan menghasilkan bahan cemaran antara lain ammoniak.

Cara penanganan yang kasar serta  kurang memperhatikan tindak aklimatisasi setelah pengangkutan  ikan juga merupakan suatu faktor yang dapat menimbulkan  terjadinya kasus wabah penyakit ikan.

Faktor lain adalah masalah  konstruksi kolam atau bak yang biasanya kurang sempurna dan tidak mendukung sanitasi air . Hal ini juga merupakan suatu  faktor yang mempercepat terjadinya wabah penyakit ikan.

 

B. Tujuan dan Manfaat

Tujuan dan manfaat dari praktikum parasit dan penyakit ikan ini adalah untuk mengatahui berbagai jenis parasit dan penyakit ikan baik yang disebabkan oleh bakteri, jamur maupun virus. Sehingga setelah kita mengetahui jenis dan tanda-tandanya, kita bisa mencari cara untuk menanggulanginya.

BAB II

 TINJAUAN PUSTAKA

Parasit adalah hewan atau tumbuh-tumbuhan yang berada pada tubuh, insang, maupun lendir inangnya dan mengambil manfaat dari inang tersebut. Dengan kata lain parasit hidup dari pengorbanan inangnya. Parasit dapat berupa udang renik, protozoa, cacing, bakteri, virus, dan jamur. Manfaat yang diambil parasit terutama adalah zat makanan dari inangnya.

Penyakit pada ikan didefinisikan sebagai sesuatu yang dapat mengganggu proses kehidupan ikan, sehingga pertumbuhan menjadi tidak normal. Secara umum penyakit dibedakan menjadi dua kelompok yaitu penyakit infeksi dan non infeksi. Penyakit infeksi disebabkan oleh organisme hidup seperti parasit, jamur, bakteri, dan virus dan penyakit non infeksi disebabkan oleh faktor non hidup seperti pakan, lingkungan, keturunan dan penanganan (Afrianto dan Liviawaty, 2003).

Berdasarkan letak penyerangannya parasit dapat dibagi menjadi dua kelompok. Kelompok pertama disebut ektoparasit yaitu parasit yang menempel pada bagian luar tubuh ikan dan kelompok kedua adalah endoparasit yaitu parasit yang berada dalam tubuh ikan.

Argulus sp. merupakan ektoparasit ikan yang menyebabkan argulosis.   Akibat yang ditimbulkan oleh infeksi Argulus sp. pada ikan adalah beberapa sisik tubuh terlepas, terdapat titik-titik merah pada kulit, insang berwarna kehitam-hitaman dan timbulnya lendir (mukus) yang berlebih pada sirip. Pertahanan pertama ikan terhadap serangan penyakit berada di permukaan kulit, yaitu mukus, jaringan epitelia, insang. Mukus melapisi seluruh permukaan integumen ikan, termasuk kulit, insang dan perut. Pada saat terjadi infeksi atau iritasi fisik dan kimiawi, sekresi mukus meningkat. Lapisan mukus secara tetap dan teratur akan diperbarui sehingga kotoran yang menempel di tubuh ikan juga ikut dibersihkan. Mukus ikan mengandung lisosim, komplemen, antibody (ig M) dan protease yang berperan untuk mendegradasi dan mengeliminer patogen.

Parasit ini masuk ke dalam tempat pemeliharaan biasanya melalui pergesekan antar kulit ikan yang terinfeksi Argulus sp. Sifat parasitik Argulus sp. cenderung temporer yaitu mencari inangnya secara acak dan dapat berpindah dengan bebas pada tubuh ikan lain atau bahkan meninggalkannya. Hal ini dapat dilakukan karena Argulus sp. mampu bertahan hidup selama beberapa hari di luar tubuh ikan (Purwakusuma, 2007).

Dactylogyrus sp. Merupakan parasit yang penting pada ikan air tawar dan ikan air laut. Juga merupakan parasit yang penting pada carp fry. Hidup di insang, tergolong monogenea, punya kaki paku dan beracetabulum. Parasit yang matang melekat pada insang dan bertelur disana. Dactylogyrus sp. merupakan cacing Trematoda dari sub-kelas Monogenea. Spesiesnya berparasit pada hewan air berdarah dingin atau pada ikan, amfibi, reptil, kadang-kadang pada invertebrata air. Distribusinya luas, memiliki siklus hidup langsung dan merupakan parasit eksternal pada insang, sirip, dan rongga mulut. Bisa juga ditemukan pada traktus urinaria. Cacing ini bersifat ovipara dan memiliki haptor yaitu organ untuk menempel yang dilengkapi dengan 2 pasang jangkar dan 14 kait di lateral. Intensitas reproduksi dan infeksi memuncak pada musim panas. Telur pada umumnya memliki operkulum dan filamen disalah satu ujungnya yang berfungsi untuk melekatkan telur pada hospes atau benda lain. Larva (oncomiridium) mempunyai silia dan eye spot lebih dari satu. Larva akan berenang dan menempel pada tubuh hospes kemudian menjadi dewasa di hospes.

Dactylogyrus sp. Menyerang ikan pada bagian insang. Paperna (1980), menyebutkan bahwa insang yang terserang berubah warnanya menjadi pucat dan keputih-putihan. Hal ini sesuai pendapat Bunkley dan Ernest (1994) dalam Talunga (2007) bahwa Dactylogyrus spp paling banyak menyerang pada bagian filament insang sehingga mengakibatkan rusaknya insang dengan produksi lendir yang berlebih dan ini akan mengganggu pertukaran gas oleh insang. Ditambahkan oleh Gusrina (2008) bahwa Dactylogyrus spp sering menyerang pada bagian insang ikan air tawar, payau dan laut.

Insang merupakan organ penting yang sangat dibutuhkan oleh organisme perairan sebab insang merupakan organ primer untuk pertukaran gas-gas juga berperan dalam proses osmoregulasi. Hal ini sesuai dengan peryataan Fujaya (1999) bahwa insang pada organisme perairan sangat dibutuhkan dalam mempertahankan kondisi tubuh dengan lingkungan agar tetap seimbang untuk mempertahankan diri dari lingkungan.

Leong (1994) melaporkan infeksi parasit pada ikan kerapu dan ikan kakap telah dilaporkan oleh di Malaysia dari spesies Benedenia.  Di Indonesia infeksi oleh parasit Benedenia, Neobedenia, Diplectanum, Pseudorhabdosynochus, Haliotrema, Trichodina, Lepeophtheirus, dan Cryptocaryon irritans  pada ikan kerapu dilaporkan Zafran et al. (1997).  Dari pengamatan parasit pada ikan kerapu di Gondol, Neobedenia lebih dominan dibanding Benedenia dan ukurannyapun terlihat lebih besar (Zafran et al., 1997).  Parasit   Neobedenia girellae ditemukan di Jepang pertama kali pada tahun 1991, parasit ini sekarang termasuk patogen yang penting di Jepang, sebab dapat mematikan inang, tingkat spesifik inang yang rendah, dan tersebar luas  (Ogawa et al., 1995).    Parasit ini terutama ditemukan di daerah tropis (Bondad-Reantaso et al., 1995).  Parasit  Diplectanum dilaporkan menyerang ikan laut budidaya pada keramba jaring apung di Singapura, dan parasit Haliotrema menginfeksi ikan kakap, Lutjanus johni (Leong, 1994).

Bakteri merupakan mikrobia prokariotik uniselular, termasuk klas Schizomycetes, berkembang biak secara aseksual dengan pembelahan sel. Bakteri tidak berklorofil kecuali beberapa yang bersifat fotosintetik. Cara hidup bakteri ada yang dapat hidup bebas, parasitik, saprofitik, patogen pada manusia, hewan dan tumbuhan. Habitatnya tersebar luas di alam, dalam tanah, atmosfer (sampai + 10 km diatas bumi), di dalam lumpur, dan di laut.

Bakteri mempunyai bentuk dasar bulat, batang, dan lengkung. Bentuk bakteri juga dapat dipengaruhi oleh umur dan syarat pertumbuhan tertentu. Bakteri dapat mengalami involusi, yaitu perubahan bentuk yang disebabkan faktor makanan, suhu, dan lingkungan yang kurang menguntungkan bagi bakteri. Selain itu dapat mengalami pleomorfi, yaitu bentuk yang bermacam-macam dan teratur walaupun ditumbuhkan pada syarat pertumbuhan yang sesuai. Umumnya bakteri berukuran 0,5-10 μ.

Polusi atau pencemaran adalah keadaan dimana suatu lingkungan sudah tidak alami lagi karena telah tercemar oleh polutan. Misalnya air sungai yang tidak tercemar airnya masih murni dan alami, tidak ada zat-zat kimia yang berbahaya, sedangkan air sungai yang telah tercemar oleh detergen misalnya, mengandung zat kimia yang berbahaya, baik bagi organisme yang hidup di sungai tersebut maupun bagi makhluk hidup lain yang tinggal di sekitar sungai tersebut. Polutan adalah zat atau substansi yang mencemari lingkungan. Air limbah detergen termasuk polutan karena didalamnya terdapat zat yang disebut ABS. Jenis deterjen yang banyak digunakan di rumah tangga sebagai bahan pencuci pakaian adalah deterjen anti noda. Deterjen jenis ini mengandung ABS (alkyl benzene sulphonate) yang merupakan deterjen tergolong keras. Deterjen tersebut sukar dirusak oleh mikroorganisme (nonbiodegradable) sehingga dapat menimbulkan pencemaran lingkungan (Rubiatadji, 1993). Lingkungan perairan yang tercemar limbah deterjen kategori keras ini dalamkonsentrasi tinggi akan mengancam dan membahayakan kehidupan biota airdan manusia yang mengkonsumsi biota tersebut.

BAB III

METODOLOGI

 

 

  1. A.    Waktu dan Tempat

Praktikum identifikasi penyakit ektoparasit dan endoparasit yang menyerang ikan ini dilaksanakan pada hari 30 Mei 2011 dan bertempat di Departemen Perikanan Budidaya PPPPTK Pertanian Cianjur

             B.     Alat dan bahan

  1. Alat :                                                                                    2.  Bahan :
  • Dissecting set
  • Mikroskop
  • Timbangan
  • Penggaris
  • Nampan
  • object glass
  • cover glass
  • Ikan mas
  • Ikan bawal air tawar
  • Ikan nila
  • Benih ikan patin
  • Benih ikan nila
  • Ikan kerap
  1. C.    Metode Praktikum

Metode yang digunakan pada semua praktikum identifikasi penyakit ikan ini adalah metode pengamatan secara lansung pada objek dengan menggunakan mikroskop.

              D.    Prosedur  Kerja

  1. Sebelum diperiksa, ikan diukur bobot dan panjangnya
  2. Parasit yang ditemukan pada tubuh ikan diamati dengan menggunakan mikroskop dan dicocokkan dengan menggunakan gambar berbagai jenis parasit
  3. Untuk pemeriksaan organ luar ikan :
  •   Ikan dimatikan dengan memotong bagian belakang kepala
  •   Lihat/periksa permukaan tubuh ikan dengan teliti, apakah terdapat penyakit makro yang terlihat oleh mata biasa atau dengan bantaun kaca pembesar
  • Pindahkan parasit yang ditemukan ke dalam cawan petri yang berisi air atau di atas gelas objek
  • Lanjutkan pemeriksaan/pengamatan dengan menggunakan kaca pembesar/mikroskop
  • Buatlah preparat ulas dari berbagai organ luar ikan pada gelas objek dan tutup dengan gelas penutup :

-          Organ yang berukuran besar (tubuh, sirip, overkulum, insang) dikerik untuk diambil lendirnya

-          Organ yang berukuran kecil diperiksa seluruhnya di bawah mikroskop

-          Mulut dan rongga hidung disemprot dengan menggunakan air kemudian air tersebut diperiksa

  1. Pemeriksaan kulit dan insang
  • Periksa seluruh permukaan kulit untuk mencari penyakit makro
  • Koleksi jenis penyakit yang ditemukan
  • Kerik permukaan kulit dan sirip, oleskan pada object glass
  • Periksa di bawah mikroskop
  1. Pemeriksaan organ dalam ikan
  •  Buka perut ikan
  •  Untuk pemeriksaan lebih lanjut, pisahkan setiap organnya
  • Organ berongga diperiksa isi dan bagian dalamnya
  •  Organ padat disobek dalam air atau dipres diantara dua gelas objek
  • Urat daging diperiksa dengan menyayatnya setipis mungkin. Periksa setiap sayatan di bawah mikroskop
  •  Keluarkan mata ikan dan periksa kantungnya
  • Keluarkan lensa mata dari rongganya untuk melihat keberadaan penyakit
  1. Pemeriksaan organ pencernaan
  • Ambil seluruh alat pencernaan (dari eshopagus sampai anus)
  • Pada ikan karnivora, pisahkan lambung dengan usus, gunting memanjang
  • Letakkan pada gelas slide dan lihat di bawah mikroskop
  1. Darah
  •  Ambil darah dengan menusuk jantung atau menggunakan sirip ekor
  • Buat preparat ulas, periksa di bawah mikroskop
  1. Setelah selesai membedah ikan, hitunglah frekuensi kejadian dan intensitas parasit yang ditemukan dengan rumus :
  • Frekuensi kejadian : N/n x 100%
  •  Intensitas                     : Np/N
  1. Catat setiap hasil penyakit yang ditemukan pada table yang telah disediakan.

BAB IV

HASIL DAN PEMBAHASAN

 

  1. A.    Hasil

Hasil diagnosa parasit pada praktikum ini dapat dilihat pada tabel berikut :

No

Nama ikan

Ukuran

Inang

Parasit yang ditemukan

Jumlah

Parasit (ekor)

Berat

(gr)

Panjang (cm)

1.

Nila

(Oreochromis niloticus)

150

18,5

Insang

Sirip

Operkulum

Mulut

sisik

Lendir

Hati

Darah

Jantung

Lambung

Usus

Empedu

Anus

Trichodina sp

Dactylogyrus sp

-

-

-

-

Capilaria

-

-

-

-

-

-

-

2

1

-

-

-

-

1

-

-

-

-

-

-

-

Jumlah Parasit

4

2.

Benih Ikan Nila

(Oreochromis niloticus)

0,2

8

Insang

Sirip

Operkulum

Mulut

sisik

Lendir

Hati

Darah

Jantung

Lambung

Usus

Empedu

Anus

Capilaria

-

-

-

-

-

-

-

Capilaria

-

-

-

-

8

-

-

-

-

-

-

-

1

-

-

-

-

Jumlah Parasit

9

3.

Bawal

(Colosoma brachyponum)

250

24,2

Insang

Sirip

Operkulum

Mulut

sisik

Lendir

Hati

Darah

Jantung

Lambung

Usus

Empedu

Anus

-

Trichodina

Myxobolus

-

-

-

-

Capilaria

-

Capliaria

-

-

Capilaria

-

1

1

-

-

-

-

1

-

1

-

-

1

Jumlah Parasit

5

4.

Mas

(Cyprinus carpio)

450

31

Insang

Sirip

Operkulum

Mulut

sisik

Lendir

Hati

Darah

Jantung

Lambung

Usus

Empedu

Daging

Anus

-

-

-

-

Capilaria

-

-

-

-

-

-

Capilaria

-

-

-

-

-

-

1

-

-

-

-

-

-

1

-

-

Jumlah Parasit

2

5.

Kerapu

(Epinephelus sp.)

400

22

Insang

Sirip

Operkulum

Mulut

sisik

Lendir

Hati

Darah

Jantung

Lambung

Usus

Empedu

Daging

Anus

-

-

-

-

-

-

-

-

-

Capilaria

Capilaria

-

-

Capilaria

-

-

-

-

-

-

-

-

-

1

6

-

-

1

Jumlah Parasit

8

6

Benih Ikan Patin

(Pangasius sp.)

O,1

4

Insang

Sirip

Operkulum

Mulut

sisik

Lendir

Hati

Darah

Jantung

Lambung

Usus

Empedu

Daging

Anus

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

Jumlah Parasit

0

TOTAL

PARASIT YANG DIPEROLEH

28

IKAN YANG TERSERANG PENYAKIT

5

  1. B.     Pembahasan

              Praktikum identifikasi penyakit ektoparasit dan endoparasit yang menyerang ikan ini ditemukan 4 jenis parasit, yakni Trichodina sp. (ektoparasit), Dactylogyrus sp. (ektoparasit), Capillaria sp. (ektoparasit dan endoparasit), dan Myxobolus sp. (ektoparasit). Parasit ini hanya ditemukan pada 5 jenis ikan dari 6 ikan sempel yang digunakan. Sesuai dengan tujuan dari indentifikasi penyakit bahwa hal ini dilakukan agar supaya dapat diketahui penyebab penyakit yang dapat menyerang dan menular pada ikan budidaya. Sehingga mendiagnosis serangan penyakit pada ikan merupakan cara yang tepat untuk mengetahui penyebab serangan dan jenis penyakitnya.

Dalam pembahasan ini, praktikan akan mengulas tentang Identifikasi jenis parasit yang didapat serta Frekuensi kejadian dan intensitas parasit, yaitu sebagai berikut :

  1. 1.      Idenfikasi jenis parasit
    1. a.      Trichodina sp.

 Trichodina sp. termasuk dalam jenis parasit Ciliata, yaitu parasit yang bergerak dengan menggunakan bulu-bulu getar (cilia) dan memiliki susunan taksonomi sebagai berikut:

Filum                : Protozoa

Sub filum        : Ciliophora

Kelas               : Ciliata

Ordo                : Peritrichida

Sub ordo         : Mobilina

Famili              : Trichodinidae

Genus              : Trichodina

Spesies            : Trichodina sp.                                  Gambar 1. Trichodina sp.

Menurut Afrianto dan Liviawati (1992) mengemukakan bahwa Protozoa yang menyerang ikan mas dan nila adalah Trichodina sp, Penyakitnya disebut Trichodiniasis. Trichodiniasis merupakan penyakit parasit pada larva dan ikan kecil yang disebabkan oleh ektoparasit Trichodina. Selanjutnya menurut Budi Sugianti (2005), Beberapa penelitian membuktikan bahwa ektoparasit Trichodina mempunyai peranan yang sangat penting terhadap penurunan daya kebal tubuh ikan dan terjadinya infeksi sekunder.

Trichodina sp merupakan ektoparasit yang menyerang/menginfeksi kulit dan insang, biasanya menginfeksi semua jenis ikan air tawar. Populasi Trichodina sp di air meningkat pada saat peralihan musim, dari musim panas ke musim dingin. Berkembang biak dengan cara pembelahan yang berlangsung di tubuh inang, mudah berenang secara bebas, dapat melepaskan diri dari inang dan mampu hidup lebih dari dua hari tanpa inang. Parasit jenis ini memiliki dua bagian yaitu anterior dan posterior yang berbentuk cekung dan berfungsi sebagai alat penempel pada inang. Parasit ini juga memiliki dua inti, yaitu inti besar dan inti kecil, inti kecil yang dimiliki berbentuk bundar menyerupai vakuola dan inti besar berbentuk tepal kuda.

Organisme ini dapat menempel secara adhesi (dengan tekanan dari luar), dan memakan cairan sel pada mucus atau yang terdapat pada epidermis. Parasit ini tidak dapat hidup jika diluar inang. Penempelan Trichodina sp., pada tubuh ikan sebenarnya hanya sebagai tempat pelekatan (substrat), sementara parasit ini mengambil partikel organik dan bakteri yang menempel di kulit ikan. Tetapi karena pelekatan yang kuat dan terdapatnya kait pada cakram, mengakibatkan seringkali timbul gatal-gatal pada ikan sehingga ikan akan menggosok-gosokkan badan ke dasar kolam atau pinggir kolam, sehingga dapat menyebabkan luka.

Ikan yang terserang parasit Trichodina sp., akan menjadi lemah dengan warna tubuh yang kusam dan pucat (tidak cerah), Produksi lendir yang berlebihan dan nafsu makan ikan turun sehingga ikan menjadi kurus. Beberapa penelitian membuktikan bahwa ektoparasit Trichodina sp., mempunyai peranan yang sangat penting terhadap penurunan daya tahan tubuh ikan dengan rendahnya sistem kekebalan tubuh maka akan terjadinya infeksi sekunder. Kematian umumnya terjadi karena ikan memproduksi lendir secara berlebihan dan akhirnya kelelahan atau bisa juga terjadi akibat terganggunya sistem pertukaran oksigen, karena dinding lamela insang dipenuhi oleh lendir. Penularan penyakit ini bisa melalui air atau kontak langsung dengan ikan yang terinfeksi dan penularannya akan didukung oleh rendahnya kualitas air pada wadah tempat ikan dipelihara.

Menurut Noga(1995) dalam Laporan Pemantauan HPIK Stasiun Karantina Ikan Kelas II Luwuk Banggai (2007) Perlakuan yang diberikan untuk ikan yang terinfeksi Trichodiniasis adalah dengan perendaman dengan garam atau asam asetat untuk ikan air tawar sedangkan ikan air laut dengan perendaman air tawar, dapat juga menggunakan formalin dengan kosentrsi tertentu.

  1. b.      Dactylogyrus

Dari hasil penelitian salah satu parasit yang ditemukan adalah Dactylogyrus sp. Parasit ini ditemukan pada insang sampel ikan Nila (Oreochromis niloticus). Hal ini sesuai pendapat Gusrina (2008) bahwa Dactylogyrus sp sering menyerang pada bagian insang ikan air tawar, payau dan laut serta menambahkan bahwa gejala infeksi Dactylogyrus sp pada ikan antara lain: pernafasan ikan meningkat, produksi lendir berlebih. Sedangkan Kurnia (2010), mengemukakan bahwa Dactylogyrus sp menginfeksi insang semua jenis ikan air tawar, terutama ukuran benih.

Gambar 2. Dactylogyrus sp

Secara taksonomi, klasifikasi dari parasit Dactylogyrus sp  ini adalah sebagai berikut:

Filum             : Vermes

Sub Filum     : Platyhelmintes

Kelas             : Trematoda

Ordo                         : Monogenea

Family           : Dactylogyridae

Sub-family    : Dactylogyrinae

Genus            : Dactylogyrus sp.

Hewan parasit ini termasuk cacing tingkat rendah (Trematoda). Dactylogyrus sp sering menyerang pada bagian insang ikan air tawar, payau dan laut. Pada bagian tubuhnya terdapat posterior Haptor. Haptornya ini tidak memiliki struktur cuticular dan memiliki satu pasang kait dengan satu baris.

Kutikular, memiliki 16 kait utama, satu pasang kait yang sangat kecil. Dactylogyrus sp mempunyai ophistapor (posterior suvker) dengan 1 – 2 pasang kait besar dan 14 kait marginal yang terdapat pada bagian posterior. Kepala memiliki 4 lobe dengan dua pasang mata yang terletak di daerah pharynx. Untuk lebih jelasnya dapat dilihat pada gambar . Gejala infeksi pada ikan antara lain : pernafasan ikan meningkat, produksi lendir berlebih.

Parasit Dactylogyrus sp. mempunyai siklus hidup langsung yang melibatkan satu inang. Parasit ini merupakan ektoparasit pada insang ikan. Telur-telur yang dilepaskan akan menjadi larva cilia yang yang dinamakan penetasan oncomiracidium. Oncomiracidium mempunyai haptor dan dapat menyerang sampai menyentuh inang.

Sebagian besar parasit monogenea seperti Dactylogyrus spp bersifat ovivarus (bertelur) dimana telur yang menetas menjadi larfa yang berenang bebas yang dinamakan oncomiracidium. Insang yang terserang berubah warnanya menjadi pucat dan keputih-putihan. Penyerangan dimulai dengan cacing dewasa menempel pada insang atau bagian tubuh lainnya (Gusrina, 2008).

Beberapa gejala klinis akibat infeksi parasit yang dapat digunakan sebagai presumtif enderu antara lain ikan tampak lemah, tidak nafsu makan, pertumbuhan lambat, tingkah laku dan berenang tidak normal disertai produksi ender yang berlebihan. Ikan sering terlihat mengumpul di sekitar air masuk, karena pada daerah ini kualitas air terutama kadar oksigen lebih tinggi. Sering mengapung dipermukaan air. Insang tampak pucat dan membengkak, sehingga operculum terbuka. Kerusakan pada insang menyebabkan sulit bernafas, sehingga tampak megap-megap seperti gejala kekurangan oksigen. Insang ikan rusak, luka dan timbul perdarahan serta berlebihan ender (stadium awal). Dalam keadaan serius enderu insang akan rusak dan enderum ikan tidak tertutup dengan sempurna mengakibatkan kesulitan bernafas.

Irawan (2004) mengemukakan bahwa Dactylogyrus sp sering menyerang ikan di kolam yang kepadatannya tinggi dan ikan-ikan yang kurang makan lebih sering terserang parasit ini dibanding yang kecukupan pakan.

  1. c.       Cacing Capillaria

Cacing Capillaria adalah nama jenis cacing dari genus nematoda. Cacing ini merupakan parasit pada sistem pencernaan dan juga pada hati ikan. Capillaria diketahui kerap menyerang ikan Diskus (Symphysodon spp) dan Angelfish (Pterophyllum spp).

Pada infestasi ringan capillaria sering tidak menimbulkan gejala-gejala yang berarti. Sedangkan pada infestasi berat biasanya ditandai dengan gejala “emaciation” atau badan kurus, kehilangan nafsu makan, mengeluarkan kotoran berwarna putih dan tipis, atau kotoran dengan warna berselang-seling antara gelap (hitam) dan terang (putih).

Kehadiran Capillaria biasanya disebabkan oleh penularan dari ikan lain yang telah terinfeksi sebelumnya. Capillaria tidak memerlukan inang tertentu, sehingga infeksi hanya bisa dilakukan oleh ikan lain yang terinfeksi.

Telur Capilaria                                                  Capilaria dewasa

Gambar 3. Capillaria

  1. d.      Myxobolus sp.

Dari hasil penelitian salah satu parasit yang ditemukan adalah Myxobolus sp. Parasit ini ditemukan pada bagian operculum sampel ikan bawal ((Colosoma brachyponum). Myxobolus sp., tergolong jenis parasit sporozoa. Parasit dari golongan ini fase infektifnya berupa spora dan berada dalam tubuh ikan dengan membentuk kista (cyste) yang biasanya dilapisi dengan jaringan pengikat. Myxobolus sp., memiliki susunan taksonomi sebagai berikut :

Gambar 4.  Myxobolus sp.

Filum             : Protozoa

Kelas             : Sporozoa

Ordo             : Cnodosporidia

Famili            : Myxobolidae

Genus            : Myxobolus

Spesies          : Myxobolus sp.

                              Parasit jenis ini merupakan penyebab penyakit Myxosporeasis. Gejala infeksi pada ikan antara lain adanya benjolan pada bagian tubuh luar (bintil) yang berwarna kemerah – merahan. Pengaruh serangan myxosporea tergantung pada ketebalan serta lokasi kistanya. Serangan yang berat pada insang menyebabkan gangguan pada sirkulasi pernafasan serta penurunan fungsi organ pernafasan. Sedangkan serangan yang berat pada jaringan bawah kulit dan insang menyebabkan berkurangnya berat badan ikan, gerakan ikan menjadi lambat, warna tubuh menjadi gelap dan sistem saraf lemah.

  1. 2.      Frekuensi Kejadian dan Intensitas Parasit
    1. a.      Frekuensi Kejadian :

              Frekuensi kejadian adalah sebagai persentase perbandingan antara jumlah ikan yang terserang penyakit per total ikan yang diperiksa.

Sesuai hasil pada subbab sebelumnya yakni ;

Jumlah Ikan yang diperiksa                : 6 ekor

Jumlah Ikan yang terserang penyakit : 5 ekor

Maka :

Frekuensi kejadian dari hasil praktikum ini menggambarkan tingkat serang penyakit terhadap suatu habitat budidaya. Jika semua ikan yang diperiksa berasal dari satu habitat yang sama, maka dapat disimpulkan bahwa habitat ini rawan terhadap penyakit. Karena 83,33 persen ikan terserang penyakit. Hal ini praktikan asumsikan bahwa karena diakibatkan oleh berbagai factor, antara lain :

  1. Kondisi perairan yang tidak mendukung atau tercemar, sehingga kualitas air menurun.
  2. Manajemen pemberian pakan yang tidak efektif dari segi kualitas dan kuantitas yang menuru.
  3. System budidaya yang diterapkan (tradisional, semi intensif dan intensif), berpengaruh terhadap tingkat kepadatan ikan dalam wadah budidaya.
  1. b.      Intensitas Parasit

Intensitas merupakan jumlah rata-rata parasit per ikan yang terinfeksi. Dengan menggunakan rumus . Berdasarkan hasil praktikum maka intensitas parasit dapat dihitung sebagai berikut :

 1.      Trichodina sp

Jumlah parasit yang ditemukan             : 3 ekor

Jumlah ikan yang terserang                    : 2 ekor

 Intensitas   = 1,5 parasit per ekor ikan

Serangan Trichodina sp. ini didapat menyerang pada bagian insang dan sirip. Dari setiap ikan yang terserang penyakit ini diperoleh rata-rata 1,5 parasit jenis ini. Intensitas serangan parasit masih rendah dimungkinkan proses perkembangbiakannya belum sempurna. Jika dibiarkan maka populasi parasit ini akan semakin banyak.

Menurut Agus irawan (2004) bahwa pada dasarnya parasit ini bukan sebagai penyerang utama, tetapi ia menyerang pada ikan yang telah lebih dulu terkena parasit lain, misalnya karena luka, sakit, stress dan sebagainya, sehingga boleh dikatakan bahwa parasit ini sebagai infeksi sekunder.

  1. 2.      Dactylogyrus sp.

Jumlah parasit yang ditemukan          : 1 ekor

Jumlah ikan yang terserang     : 1 ekor

Intensitas   = 1 parasit per ekor ikan

Serangan Dactylogirus sp. ini didapat menyerang pada bagian insang ikan nila. Hal ini sesuai dengan pendapat dari Gusrina (2008) bahwa Dactylogyrus sp sering menyerang pada bagian insang ikan air tawar, payau dan laut. Intensitas penyerangan parasit jenis ini terendah dibandingkan jenis lainnya yakni hanya ditemukan 1 ekor parasit pada 1 jenis ikan yang diperiksa. Namun apabila dibiarkan Dactylogirus sp. dapat berkembangbiak apabila kondisi lingkungan hidupnya menunjang.

  1. 3.      Capillaria sp.

Jumlah parasit yang ditemukan          : 23 ekor

Jumlah ikan yang terserang     : 5 ekor

Intensitas   =  4,6 parasit per ekor ikan

Serangan Capillaria sp. ini didapat menyerang pada bagian organ luar (insang, lendir dan sisik) dan organ dalam (jantung, lambung, darah, anus, dan empedu). Penyakit ini di temukan pada 5 jenis ikan dari 6 ekor ikan sempel, dan ini adalah jenis penyakit yang paling banyak ditemukan dibandingkan parasit jenis lainnya. Maka dari setiap ikan yang terserang penyakit ini diperoleh rata-rata 4,6 parasit jenis ini.

Menurut Purwakusuma (2009) untuk mengendalikan parasit jenis ini dapat dilakukan pengobatan dengan menggunakan obat-obatan antihelmintic seperti Levamisol atau Piperazine. Sedangkan pencegahan terhadap penularan dilakukan dengan mengisolasi ikan yang tertular dari ikan lainnya. Hal ini dilakukan untuk menghindari penularan melalui kotoran yang dikeluarkan.  Kotoran ikan yang terinfeksi pada umumnya akan mengandung telur Capillaria dalam jumlah banyak  sehingga akan mudah menular ke ikan lainnya.

4        Myxobolus sp.

Jumlah parasit yang ditemukan             : 1 ekor

Jumlah ikan yang terserang                    : 1 ekor

Intensitas = 1 parasit per ekor ikan

Myxobolus sp. mempunyai intensitas penyerangan yang dapat dikatakan terendah, sama dengan pada jenis parasit Dactylogirus sp. yakni hanya ditemukan 1 ekor parasit pada 1 jenis ikan yang diperiksa. Parasit Myxobolus sp. ini menyerang bagian operculum ikan bawal dan dapat melakukan perkembangbiakan untuk memperbanyak diri di dalam wadah pemelihraan apabila kondisi lingkungan memungkinkan, sehingga untuk mengantisipasi jenis parasit ini dapat dilakukan dengan manajemen perbaikan kualitas air.

BAB V

KESIMPULAN DAN SARAN

A.  Kesimpulan

Penyakit adalah terganggunya kesehatan ikan yang diakibatkan oleh berbagai sebab yang dapat mematikan ikan. Secara garis besar penyakit yang menyerang ikan dapat dikelompokkan menjadi dua, yaitu penyakit infeksi (penyakit menular) dan non infeksi (penyakit tidak menular). Penyakit menular adalah penyakit yang timbul disebabkan oleh masuknya makhluk lain kedalam tubuh ikan, baik pada bagian tubuh dalam maupun bagian tubuh luar. Makhluk tersebut antara lain adalah virus, bakteri, jamur dan parasit. Penyakit tidak menular adalah penyakit yang disebabkan antar lain oleh keracunan makanan, kekurangan makanan atau kelebihan makanan dan mutu air yang buruk.

Di lingkungan alam, ikan dapat diserang berbagai macam penyakit. Demikian juga dalam pembudidayaannya, bahkan penyakit tersebut dapat menyerang ikan dalam jumlah besar dan dapat menyebabkan kematian ikan, sehingga kerugian yang ditimbulkannya pun sangat besar. Penyebaran penyakit ikan di dalam wadah budidaya sangat bergantung pada jenis sumber penyakitnya, kekuatan ikan (daya tahan tubuh ikan) dan kekebalan ikan itu sendiri  terhadap serangan penyakit. Selain itu cara penyebaran penyakit itu biasanya terjadi melalui air sebagai media tempat hidup ikan, kontak langsung antara ikan yang satu dengan ikan yang lainnya dan adanya inang perantara.

Dari hasil praktikum ini dapat praktikan simpulkan bahwa jenis parasit yang ditemukan adalah Trichodina sp. (ektoparasit), Dactylogyrus sp. (ektoparasit), Capillaria sp. (ektoparasit dan endoparasit), dan Myxobolus sp. (ektoparasit), dengan frekuensi kejadian terserangnya penyakit adalah 83,33 % dari total 6 ekor ikan yang diperiksa, serta intensitas penyerangan terbesar pada praktikum ini ditemukan pada jenis ikan nila stadia benih dengan jumlah parasit 9 ekor. Jenis penyakit yang terbanyak ditemukan adalah parasit Capillaria sp. Hal ini dikarenakan mudahnya penularan melalui kotoran yang dikeluarkan oleh ikan.  Kotoran ikan yang terinfeksi pada umumnya akan mengandung telur Capillaria sp. dalam jumlah banyak  sehingga akan mudah menular ke ikan lainnya. Hal ini dilakukan untuk menghindari penularan melalui kotoran yang dikeluarkan.  Kotoran ikan yang terinfeksi pada umumnya akan mengandung telur Capillaria dalam jumlah banyak  sehingga akan mudah menular ke ikan lainnya.

 

B.  Saran

Saran yang bisa praktikan berikan adalah teman-teman dalam kelompok praktikum harus benar-benar melakukan praktikum ini sesuai prosedur yang ada, sehingga hasil yang diperoleh bisa dipertanggung jawabkan. Karena ilmu yang bisa kita peroleh dari praktikum ini sangat banyak dan bermanfaat bagi kita kedepannya. Serta waktu yang diberikan untuk praktikum diperbanyak agar pemeriksaan masing-masing jenis ikan dan objek organ yang diamati lebih efisien dan hasilnya lebih akurat.

Penetasan Cyste Artemia Metode Dekapsulasi dan Non-dekapsulasi

BAB I

PENDAHULUAN

A. Latar Belakang

Artemia merupakan pakan alami yang banyak digunakan dalam usaha pembenihan ikan dan udang, karena kandungan nutrisinya baik. Akan tetapi di perairan Indonesia tidak atau belum ditemukan Artemia, sehingga sampai saat ini Indonesia masih mengimpor Artemia sebanyak 50 ton/ tahun, dimana harganya dalam bentuk kista/ telur antara Rp 400.000 – 500.000/ kg (Suara Merdeka, 2002). Walaupun pakan buatan dalam berbagai jenis telah berhasil dikembangkan dan cukup tersedia untuk larva ikan dan udang, namun Artemia masih tetap merupakan bagian yang esensial sebagai pakan larva ikan dan udang diunit pembenihan. Keberhasilan pembenihan ikan bandeng, kakap dan kerapu juga memerlukaan ketersediaan Artemia sebagai pakan alami esensialnya, serta dengan adanya kenyataan bahwa kebutuhan Artemia untuk larva ikan kakap dan kerapu 10 kali lebih banyak dibandingkan dengan larva udang, maka kebutuhan cyste Artemia pada tahun-tahun mendatang akan semakin meningkat (Raymakers dalam Yunus, dkk., 1994).

Secara umum terdapat dua alasan mengapa penggunaan pakan hidup alami sepertihalnya Artemia lebih mengutungkan dibandingkan pakan buatan (pellet, dll) dalam pemeliharaan larva-larva hewan air (ikan dan crustacean), yaitu : 1. Buruknya kualitas air mengakibatkan disintegrasi micropelet yang biasanya pemberian pakan tersebut cenderung berlebihan dengan tujuan pertumbuhan yang sempurna. 2. Tingginya tingkat mortalitas, mengakibatkan malnutrisi dan atau penyerapan komponen-komponen nutrisi pakan pellet yang tidak komplit(http://www.aquafauna.com/, 2004).

Cyste Artemia yang dibutuhkan sebagian besar masih diimpor, umumnya dari Amerika Serikat dan hanya sebagian dari China (Yap et.al. dalam Yunus, dkk., 1994). Tetapi kebanyakan cyste impor yang ada di Indonesia kualitasnya masih rendah. Sehingga menyebabkan produksi yang beragam dan kematian masal larva udang. Untuk itu ditempuh jalan untuk dapat membudidayakan Artemia di tambak secara lokal. Dari hasil budidaya Artemia secara lokal ini diperoleh beberapa keuntungan yaitu waktu transportasi dan penyimpanan lebih singkat, pengawasan kualitas pada proses produksi dan pengawasan terhadap pengelolaan lingkungan tambak budidaya mengarah pada produksi cyste Artemia lokal yang berkualitas dan aman. Lebih jauh lagi, produksi Artemia lokal dapat menunjang penghematan devisa melalui subtitusi impor.

Jenis pakan secara umum yang dapat dikonsumsi oleh ikan terdiri atas 2 jenis, yakni pakan alami dan pakan buatan. Pakan alami adalah jasad-jasad hidup yang biasanya dari jenis plankton baik fito maupun zooplankton yang sengaja dibudidayakan untuk diberikan kepada ikan sesuai dengan kebutuhannya. Ketersediaan pakan alami merupakan faktor yang berperan penting dalam mata rantai budidaya ikan terutama pada fase benih. Kepentingan pakan alami sebagai sumber makanan ikan dapat dilihat antara lain:

  • nilai nutrisinya yang relatif tinggi,
  • mudah dibudidayakan,
  • memiliki ukuran yang relatif sesuai dengan bukaan mulut ikan terutama pada stadia benih,
  • memiliki pergerakan yang memberikan rangsangan pada ikan untuk memangsanya,
  • memiliki kemampuan berkembangbiak dengan cepat dalam waktu yang relative singkat, sehingga ketersediaannya dapat terjamin sepanjang waktu,
  • memerlukan biaya usaha yang relativ murah (Priyamboko, 2001).

Jenis pakan alami yang diberikan pada ikan seharusnya disesuaikan dengan stadia yang berhubungan dengan ukuran ikan. Dengan demikian maka akan terdapat klasifikasi jenis pakan alami yang diberikan.

Pakan alami sangat dibutuhkan dunia pembenihan karena pakan alami dapat bergerak aktif dan sehingga mengundang larva ikan untuk memakannya. Pada larva, setelah kuning telur habis perlu diberikan tambahan pakan supaya larva tetap mendapat asupan nutrisi. Masalah yang dihadapi adalah larva belum biasa mendapatkan pakan dan bukaan mulut larva masih sangat kecil. Gerakan yang dibuat pakan alami (contohnya : inforia, Dapnia, Artemia) akan merangsang larva memakannya dan ukurannya yang kecil cocok dengan bukaan mulut larva.

Artemia merupakan pakan alami yang sangat penting dalam pembenihan ikan laut, krustacea, ikan konsumsi air tawar dan ikan hias. Ini terjadi karena Artemia memiliki nilai gizi yang tinggi, serta ukuran yang sesuai dengan bukaan mulut hampir seluruh jenis larva ikan. Artemia dapat diterapkan di berbagai pembenihan ikan dan udang, baik itu air laut, payau maupun tawar.

B. TUJUAN

  1. Diharapkan dapat mengetahui cara-cara penetasan cyste artemia dengan metode dekapsulasi dan tanpa dekapsulasi pada artemia sebelum dilakukan pengkulturan.
  1. Agar dapat mengetahui pengaruh perlakuan dekapsulasi dan tanpa dekapsulasi terhadap tingkat penetasan kista artemia yang akan di kultur.

BAB II

TINJAUAN PUSTAKA

A. Biologi dan Daur Hidup Artemia

Klasifikasi

Artemia atau brine shrimp adalah sejenis udang-udangan primitive. Menurut Vos and De La Rosa dalam Sambali (1990); Sorgeloos dan Kulasekarapandian (1987); Cholik dan Daulay (1985); Tunsutapanich (1979), Artemia termasuk dalam:

Phylum : Arthropoda

Klass : Crustacea

Subklass : Branchiopoda

Ordo : Anostraca

Genus : Artemia

Spesies : Artemia sp.

Famili : Artemiidae

Oleh Linnaeus, pada tahun 1778, Artemia diberi nama Cancer salinus. Kemudian pada tahun 1819 diubah menjadi Artemia salina oleh Leach. Artemia salina terdapat di Inggris tapi spesies ini telah punah (Sorgeloos dan Kulasekarapandian, 1987).

Dalam perkembangan dewasa ini, secara taksonomis nama Artemia salina Leach sudah tidak dapat dipertahankan lagi. Berdasarkan penelitian-penelitian yang telah dilakukan menunjukkan bahwa diantara kelompok-kelompok Artemia terdapat dinding pemisah perkawinan silang. Dua kelompok Artemia yang tidak dapat melakukan perkawinan silang dinamakan sibling spesies.

Untuk Artemia hingga saat ini telah ada 20 kelompok yang berkembang biak dengan kawin yang diklasifikasikan ke dalam beberapa sibling spesies. Disamping itu ada juga jenis Artemia yang berkembang biak tanpa kawin. Beberapa contoh jenis Artemia antara lain Artemia fransiscana, A. tunisana, A. urmiana, A. persimilis, A. monica, A. odessensis, sedangkan yang tanpa kawin Artemia partogenetica (Mudjiman, 1983). Untuk menghindari kebingungan dalam penamaan, maka Artemia dinamakan dengan Artemia sp. Saja.

Artemia merupakan dalam pembenihan ikan laut, krustacea, ikan konsumsi air tawar dan ikan hias air tawar karena ukurannya yang sangat kecil. Disamping ukurannya yang kecil, nilai gizi Artemia juga sangat tinggi dan sesuai dengan kebutuhan gizi untuk larva ikan dan krustacea yang tumbuh dengan sangat cepat. saat Artemia pakan alami belum dapat digantikan oleh lainnya. Artemia biasanya diperjual belikan dalam bentuk kista/cyste, yang mudah dan praktis, karena hanya tinggal menetaskan kista saja. Dapat dilakukan oleh setiap orang. Sebab membutuhkan suatu keterampilan dan pengetahuan tentang penetasan itu sendiri. Kegagalan dalam menetaskan kista Artemia barakibat fatal terhadap larva ikan yang sedang dipelihara. Penetasan Artemia dapat dilakukan, baik pada skala kecil skala besar. Penetasan Artemia dikerjakan di daratan maupun di daerah pantai.

Morfologi

a. Telur

Telur Artemia atau cyste berbentuk bulat berlekuk dalam keadaan kering dan bulat penuh dalam keadaan basah. Warnanya coklat yang diselubungi oleh cangkang yang tebal dan kuat (Cholik dan daulay, 1985). Cangkang ini berguna untuk melindungi embrio terhadap pengaruh kekeringan, benturan keras, sinar ultraviolet dan mempermudah pengapungan (Mudjiman, 1983). Cangkang telur Artemia dibagi dalam dua bagian yaitu korion (bagian luar) dan kutikula embrionik (bagian dalam). Diantara kedua lapisan tersebut terdapat lapisan ketiga yang dinamakan selaput kutikuler luar.

Korion dibagi lagi dalam dua bagian yaitu lapisan yang paling luar yang disebut lapisan peripheral (terdiri dari selaput luar dan selaput kortikal) dan lapisan alveolar yang berada di bawahnya. Kutikula embrionik dibagi lagi menjadi dua bagian yaitu lapisan fibriosa dibagian atas dan selaput kutikuler dalam di bawahnya. Selaput ini merupakan selaput penetasan yang membungkus embrio. Diameter telur Artemia berkisar antara 200 – 300 μ (0.2-0.3 mm). Sedangkan berat kering berkisar 3.65 μg, yang terdiri dari 2.9 μg embrio dan 0.75 μg cangkang (Mudjiman, 1983).

b. Larva

Apabila telur-telur Artemia yang kering direndam dalam air laut dengan suhu 25oC, maka akan menetas dalam waktu 24 – 36 jam. Dari dalam cangkang akan keluar larva yang dikenal dengan nama nauplius, seperti yang terlihat pada gambar 1. dalam perkembangan selanjutnya nauplius akan mengalami 15 kali perubahan bentuk. Nauplius tingkat I = instar I, tingkat II = instar II, tingkat III = instar III, demikian seterusnya sampai instar XV. Setelah itu nauplius berubah menjadi Artemia dewasa, seperti yang terlihat pada gambar

Gambar 1. Nauplius dan perubahan bentuknya Gambar 2. Artemia dewasa

Gambar 3. Siklus hidup Artemia

3. Ekologi

Artemia sp. secara umum tumbuh dengan baik pada kisaran suhu 25-30 derajat celcius. Kista artemia kering tahan terhadap suhu -273 hingga 100 derajat celcius. Artemia dapat ditemui di danau dengan kadar garam tinggi, disebut dengan brain shrimp. Kultur biomasa artemia yang baik pada kadar garam 30-50 ppt. Untuk artemia yang mampu menghasilkan kista membutuhkan kadar garam diatas 100 ppt (Kurniastuty dan Isnansetyo, 1995).

4. Reproduksi

Chumaidi et al., (1990) menyatakan bahwa perkembangbiakan artemia ada dua cara, yakni partenhogenesis dan biseksual. Pada artemia yang termasuk jenis parthenogenesis populasinya terdiri dari betina semua yang dapat membentuk telur dan embrio berkembang dari telur yang tidak dibuahi. Sedangkan pada artemia jenis biseksual, populasinya terdiri dari jantan dan betina yang berkembang melalui perkawinan dan embrio berkembang dari telur yang dibuahi.

B. Metode Penetasan Cystae Artemia

Sutaman (1993) mengatakan bahwa penetasan cyste artemia dapat dilakukan dengan 2 cara, yaitu penetasan langsung (non dekapsulasi) dan penetasan dengan cara dekapsulasi. Cara dekapsulasi dilakukan dengan mengupas bagian luar kista menggunakan larutan hipoklorit tanpa mempengaruhi kelangsungan hidup embrio.

Cara dekapsulasi merupakan cara yang tidak umum digunakan pada panti-panti benih, namun untuk meningkatkan daya tetas dan meneghilangkan penyakit yang dibawa oleh cytae artemia cara dekapsulasi lebih baik digunakan (Pramudjo dan Sofiati, 2004).

Subaidah dan Mulyadi (2004) memberikan penjelasan langkah-langkah penetasan dengan cara dekapsulasi, sebagai berikut:

  • Cyste artemia dihidrasi dengan menggunakan air tawar selama 1-2 jam;
  • Cyste disaring menggunakan plankton net 120 mikronm dan dicuci bersih;
  • Cyste dicampur dengan larutan kaporit/klorin dengan dosis 1,5 ml per 1 gram cystae, kemudian diaduk hingga warna menjadi merah bata;
  • Cyste segera disaring menggunakan plankton net 120 mikron dan dibilas menggunakan air tawar sampai bau klorin hilang, barulah siap untuk ditetaskan;
  • Cyste akan menetas setelah 18-24 jam. Pemanenan dilakukan dengan cara mematikan aerasi untuk memisahkan cytae yang tidah menetas dengan naupli artemia.

Pramudjo dan Sofiati (2004) cystae hasil dekapsulasi dapat segera digunakan (ditetaskan) atau disimpan dalam suhu 0 derajat celcius – (- 4 derajat celcius) dan digunakan sesuai kebutuhan. Dalam kaitannya dengan proses penetasan Chumaidi et al (1990) mengatakan kista setelah dimasukan ke dalam air laut (5-70 ppt) akan mengalami hidrasi berbentuk bulat dan di dalamnya terjadi metabolisme embrio yang aktif, sekitar 24 jam kemudian cangkang kista pecah dan muncul embrio yang masih dibungkus dengan selaput. Pada saat ini panen segera akan dilakukan.

Menurut Daulay (1993) cara melakukan decapsulasi sebagai berikut: Telur direndam di air tawar dengan perbandingan 12 ml air tawar untuk 1 gram cyste Artemia. Perendaman dilakukan dalam tabung berbentuk corong yang bagian dasar bisa dibuka. Maksud penggunaan tabung tersebut agar pembuangan air dapat dilakukan dengan mudah tanpa mengganggu cyste. Sementara itu, pada bagian dasar corong diberi aerasi. Setelah 1 jam suhu air diturunkan hingga 15°C, dengan penambahan es. Setelah suhu turun baru ditambahkan NaHOCl 5,25% sebanyak 10 ml untuk 1gram cyste. Setelah 15 menit, larutan NaHOCl dibuang, kemudian cyste dicuci dengan air laut dan dibilas 6 – 10 kali hingga pengaruh NaHOCl benar-benar hilang. Selama decapsulasi telur yang semula berwarna coklat akan berubah menjadi putih, lalu kemudian berubah lagi menjadi orange. Setelah decapsulasi, telur ini dapat disimpan untuk ditetaskan, atau bisa langsung diberikan sebagai pakan alami pada benih ikan dan atau larva udang.

Wadah penetasan Artemia dapat dilakukan dengan wadah kaca, polyetilen (ember plastik)atau fiber glass. Ukuran wadah dapat disesuaikan dengan kebutuhan, mulai dari volume 1 liter sampai dengan volume 1 ton bahkan 40 ton. Hal yang penting untuk diperhatikan dalam penetasan Artemia adalah bentuk dari wadah. Bentuk wadah penetasan Artemia sebaiknya bulat. Hal ini dikarenakan jika diaerasi tidak ditemukan titik mati, yaitu suatu titik dimana Artemia akan mengendap dan tidak teraduk secara merata. Artemia yang tidak teraduk pada umumnya kurang baik derajat penetasannya, atau walaupun menetas membutuhkan waktu yang lebih lama.

Sebelum diisi air dimedia penetasan, wadah Artemia dicuci terlebih dahulu dengan menggunakan sikat sampai bersih. Agar sisa lemak atau lendir dapat dihilangkan, pada waktu mencuci gunakanlah deterjen. Media untuk penetasan Artemia dapat menggunakan air laut yang telah difilter. Hal ini ditujukan agar cyste dari jamur atau parasit tersaring. Penyaringan dapat dilakukan dengan menggunakan filter pasir atau filter yang dijual secara komersial seperti catridge filter misalnya. Disamping dengan air laut, media penetasan Artemia juga dapat dilakukan dengan menggunakan air laut buatan. Air laut ini dibuat dengan jalan menambahkan garam yang tidak beriodium ke air tawar. Garam yang digunakan harus bebas dari kotoran. Jumlah Penetasan Artemia garam yang dibutuhkan berkisar antara 25-30 g/liter air tawar, sehingga memiliki kadar garam 25-30 ppt. Setelah garam dimasukkan maka media harus diaerasi secara kuat agar garam tercampur merata.

Bak fiber glass volume air 100 liter Galon air bekas volume 15 liter

Gambar 4. Wadah penetasan Artemia untuk skala besar.

Penetasan kista Artemia adalah suatu proses inkubasi kista Artemia di media penetasan (air laut ataupun air laut buatan) sampai menetas. Proses penetasan terdiri dari beberapa tahapan yang membutuhkan waktu sekitar 18-24 jam.

  • Proses penyerapan air
  • Pemecahan dinding cyste oleh embrio
  • Embrio terlihat jelas masih diselimuti membran
  • Menetas dimana nauplius berenang bebas

BAB III

METODOLOGI

A. Waktu dan Tempat

Praktikum Penetasan Cyste Artemia Salina ini dilaksanakan pada :

Hari/Tanggal : Kamis, 21 April 2011 – Jumat,13 Mei 2011

Tempat : Hatchery Departemen Perikanan dan Kelautan VEDCA Cianjur

B. Alat dan Bahan

Alat : Bahan :

  • Botol bekas volume 1,5 liter 2 buah
  • Kayu/ bambu
  • Gergaji
  • Tali rafia
  • Selang aerasi
  • Batu aerasi Refraktometer
  • Gunting/cutter
  • Plastic hitam
  • Lem silica
  • Air
  • Garam
  • Larutan klorin

Langka Kerja

  1. Buat wadah penetasan artemia dengan menggunakan botol bekas sedemikian rupa sehingga wadah tidak bocor saat digunakan dengan menggunakan selang aerasi, lem silica, gunting/cutter
  2. Buat dudukan botol dengan menggunakan kayu/bambu, gergaji dan tali rafia sehingga botol nantinya berdiri dengan baik dengan posisi terbalik
  3. Atur wadah dan aerasi sebelum digunakan, pastikan wadah dan aerasi dapat berfungsi dengan baik
  4. Buatlah media penetasan dengan air bersalinitas 35 ppt dengan menggunakan air tawar dan garam sebanyak masing-masing 1 liter (botol A dan B)
  5. Masukkan media yang telah disiapkan kedalam wadah penetasan

C. Metode Pelaksanaan

Adapun metode pelaksanaan praktikum penetasan artemia ini yaitu pertama persiapan alat dan bahan, kemudian membuat wadah dan media penetasan artemia, melakukan metode penetasan, dan melakukan pemanenan artemia. Dalam kegiatan penetasan cyste artemia ini menggunakan 2 metode yaitu sebagai berikut :

1. Penetasan Cyste Artemia Metode Tanpa dekapsulasi

Alat : Bahan :

  • Timbangan digital
  • Seser halus
  • Wadah penetasan
  • Plastic hitam
  • Beaker glass
  • Petridisk
  • Mikroskop Media penetasan
  • Cyste Artemia
  • Air

Langka Kerja :

  1. Timbang cyste artemia yang akan ditetaskan sebanyak 3 gram/liter
  2. Hitung kepadatan cyste artemia yang akan ditetaskan
  3. Hidrasi/rendam cyste artemia dengan air tawar dalam beaker glass selama 1-2 jam
  4. Saring artemia dengan plankton net/seser halus lalu masukkan kedalam wadah dan media penetasan yang telah disiapkan dengan aerasi kuat.
  5. Tutup wadah penetasan dengan menggunakan plastic hitam
  6. Amati dan catat perkembangan cyste artemia selama 6 jam
  7. Hitung derajat penetasan artemia

2. Penetasan Cyste Artemia dengan Metode Dekapsulasi

Alat : Bahan :

  • Timbangan digital
  • Seser halus
  • Wadah penetasan
  • Plastic hitam
  • Beaker glass
  • Petridisk
  • Mikroskop Media penetasan
  • Cyste Artemia
  • Air
  • Larutan Chlorin

Langka Kerja :

  1. Timbang cyste artemia yang akan ditetaskan sebanyak 3 gram/liter
  2. Hitung kepadatan cyste artemia yang akan ditetaskan
  3. Hidrasi/rendam cyste artemia dengan air tawar dalam beaker glass selama 1-2 jam
  4. Saring artemia dengan plankton net/seser halus lalu masukkan kedalam beaker glass yang telah berisi larutan chlorine ± 20 ml, aerasi kuat, tunggu hingga 5-15 menit, amati dan catat perubahan yang terjadi coklat tua > abu-abu > orange
  5. Saring cyste artemia dengan menggunakan saringan halus, lalu bilas dengan air tawar hingga bau khlorin benar-benar hilang
  6. Masukkan cyste artemia kedalam wadah penetasan dengan aerasi kuat
  7. Tutup wadah penetasan dengan menggunakan plastic hitam
  8. Amati dan catat perkembangan cyste artemia selama 6 jam
  9. Hitung derajat penetasan artemia

3. Pemanenan Cyste Artemia

Alat : Bahan :

  • Seser halus/plastic net
  • Wadah penetasan
  • Plastic hitam
  • Senter
  • Baskom/Beaker glass Media penetasan
  • Artemia

Langka Kerja :

  1. Buka plastic hitam penutup wadah penetasan dibagian bawah
  2. Amati artemia yang telah menetas dengan menggunakan senter
  3. Siapkan beaker glass sebagai wadah penampungan artemia yang akan dipanen, serta seser halus untuk menyaring artemia yang dipanen
  4. Buka aerasi dari bagian pangkal (dekat aerator) hingga selang aerasi mencapai seser halus untuk menyaring artemia yang dipanen
  5. Lakukan secara perlahan dan hati-hati, jangan sampai cangkang artemia ikut terbawa.

D. Parameter Pengamatan

Parameter pengamatan yang akan diamati dalam praktikum ini adalah Pengamatan perbedaan tahapan proses dalam metode dekapsulasi dan tanpa dekapsulasi dan Penghitungan Derajat Penetasan atau Hatching Rate (HR) dari kista artemia sesuai dengan masing-masing metode penetasan. Untuk mengetahui derajat penetasan artemia maka dilakukan penghitungan telur artemia berdasarkan dari jumlah cyste artemia yang ditetaskan dengan jumlah nauplius yang dihasilkan. Metode yang dapat digunakan untuk mengetahui derajat penetasan menurut gusrina (2008), yaitu dengan menggunakan rumus : HR=N/C x100%

Dimana :

HR = daya tetas

N = jumlah telur menetas

C = jumlah total telur yang ditetaskan

BAB IV

HASIL DAN PEMBAHASAN

A. Hasil

Derajat Penetasan

Non Dekapsulasi

Sampel I : 318

II : 294

III : 349

320 x 100 = 320.000 ekor

HR=(∑Cyste yang menetas)/(∑▒ Cyste yang ditetaskan) x100%

320.000/545.100 X 100 %

= 58,72 %

Dekapsulasi

Hasil sampling : 125 Larva dalam 1 ml air = 125.000 ekor

HR=(∑Cyste yang menetas)/(∑▒ Cyste yang ditetaskan) x100%

=(125.000 ekor)/545.100 X100 %

= 22,93 %

B. Pembahasan

Adapun parameter yang akan dibahas oleh penulis dalam kegiatan praktikum penetasan cyste artemia dengan metode dekapsulasi dan tanpa dekapsulasi ini antara lain adalah : Persiapan wadah dan media penetasan, persiapan cyste artemia, penetasan cyste artemia, pemanenan nauplius/larva artemia dan Menghitung derajat penetasan (HR). Karena ini adalah bagian dari faktor-faktor berhasil atau tidaknya penetasan cyste artemia.

Persiapan Wadah dan Media Penetasan

Wadah yang digunakan dalam praktikum penetasan artemia ini berupa botol aqua dengan kapasitas 1,5 liter, sebelum digunakan wadah ini dicuci, dan kemudian digantung pada dinding serta diberi selang aerasi pada bagian permukaan wadah dengan tekanan tinggi. Sebelum digunakan botol ini dicoba terlebih dahulu agar tidak terjadi kebocoran pada saat penetasan (lihat gambar ). Botol aqua yang digunakan sebanyak 2 buah yaitu untuk metode dekapsulasi dan tanpa dekapsulasi.

Gambar 5. Wadah penetasan dari botol aqua volume 1,5 liter

Hal ini sejalan dengan apa yang dikemukakan (gusrina 2008), wadah yang dapat digunakan dalam mengkultur pakan alami artemia ada beberapa macam. Antara lain adalah kantong plastic berbentuk kerucut, botol aqua, gallon air minum bekas, ember plastic dan bentuk wadah lainnya yang didesain berbentuk kerucut pada bagian bawahnya agar memudahkan pada saat pemanenan.

Setelah dipastikan kondisi wadah penetasan telah berfungsi dengan baik, langkah selanjutnya adalah pembuatan media penetasan. Salinitas pada media penetasan artemia ini adalah salinitas 35 ppt dengan cara membuat air laut tiruan, air laut ini dibuat dengan jalan menambahkan garam yang tidak beryodium ke dalam air tawar sampai memiliki salinitas 35 ppt dengan pengecekan menggunakan salinomoter. Setelah media penetasan dibuat, kemudian dimasukkan kedalam botol aqua yang telah disiapkan sebanyak 1 liter/botol aqua dan diaerasi secara kuat agar garam tercampur merata. Sedangkan munurut (gusrina 2008), kista artemia dapat ditetaskan pada media yang mempunyai salinitas 5-35 ppt, walaupun pada habitat aslinya dapat hidup pada salinitas yang sangat tinggi.

Gambar 6. Pengecekan salinitas menggunakan salinomoter

Persiapan Kista Artemia

Kista artemia yang akan ditetaskan sebelumnya ditimbang sesuai dengan dosis yang akan digunakan dengan timbangan digital. Dalam praktikum ini menggunakan 3 gram cyste per liter air media penetasan. Kemudian dilakukan perhitungan jumlah cyste dengan metode sampling. Pada penetasan ini menggunakan 6 gram cyste untuk masing-masing metode penetasan 3 gram cyste. sedangkan hasil penghitungan sampling untuk 3 gram cyste didapat 545.100 butir cyste artemia.

Gambar 7. Penimbangan dan penghitungan cyste artemia

Penetasan Cyste Artemia

Cyste artemia sebelum dimasukkan kedalam wadah penetasan dengan metode dekapsulasi dan tanpa dekapsulasi, terlebih dahulu dihidrasi/direndam cyste artemia dengan air tawar ± 20 ml dalam beaker glass selama 2 jam serta diberi aerasi kuat untuk melunakkan cyste artemia, hal ini tidak lain dengan tujuan untuk mempercepat proses penetasan.

Gambar 8. Proses hidrasi/rendam cyste artemia dengan air tawar

Munurut (Gusrina 2008), dalam penetasan cyste artemia ada 2 metode yang dapat digunakan yaitu metode dekapsulasi dan metode tanpa dekapsulasi. Metode dekapsulasi adalah suatu cara penetasan cyste artemia dengan melakukan proses penghilangan lapisan luar cyste dengan menggunakan larutan hipokhlorit tanpa mempengaruhi kelangsungan hidup embrio. Sedangkan metode penetasan tanpa dekapsulasi adalah suatu cara penetasan artemia tanpa melakukan proses penghilangan lapisan luar cyste tetapi secara langsung ditetaskan dalam wadah penetasan.

Gambar 9. Penyaringan cyste artemia dengan plankton net

Setelah dihidrasi selama 2 jam, cyste artemia ini kemudian disaring dengan plankton net/seser halus. Untuk metode tanpa dekapsulasi cyste artemia ini langsung dimasukkan kedalam wadah dan media yang telah disiapkan untuk proses penetasan. Sedangkan penetasan dengan metode dekapsulasi setelah disaring, langkah selanjutnya adalah cyste dimasukkan kedalam beaker glass yang telah berisi larutan bayclin (khlorin) ukuran 20 ml, kemudian diaduk selama 5 – 15 menit hingga perubahan warna dari coklat tua > abu-abu > menjadi oarange. Selanjutnya cyste segera disaring kembali menggunakan plankton net 120 mikron dan dibilas menggunakan air tawar sampai bau bayclin (khlorin) hilang, barulah siap dimasukkan kedalam wadah dan media yang diberi aerasi kuat untuk ditetaskan. Wadah penetasan ini dibungkus dengan menggunakan plastic hitam, dengan tujuan agar memudahkan saat pengamatan dan pemanenan nauplius artemia.

Gambar 10. Metode dekapsulasi dengan larutan bayclin (khlorin)

Gambar 11. Wadah penetasan dengan dibungkus plastic hitam

Pada praktikum ini, cyste artemia dimasukkan kedalam wadah penetasan pada pukul 10.00 WIB dan penetasan cyste terjadi pada pagi harinya antara pukul 02.00-06.00 WIB. Penetasan kista Artemia adalah suatu proses inkubasi Cyste artemia di media penetasan (air laut ataupun air laut buatan) sampai menetas. Proses penetasan terdiri dari beberapa tahapan yang membutuhkan waktu sekitar 18-24 jam.

  • Proses penyerapan air
  • Pemecahan dinding cyste oleh embrio
  • Embrio terlihat jelas masih diselimuti membran
  • Menetas dimana nauplius berenang bebas
  • Pemanenan

Pada praktikum ini pemanenan segera dilakukan pada esok hari setelah diyakini cyste artemia telah menetas, hal ini dapat diketahui dengan cara selang aerasi dilepaskan dari wadah penetasan, pembungkus plastic hitam di buka, kemudian menggunakan senter. Nauplius artemia akan berenang menuju ke arah cahaya. Karena bagian wadah (botol aqua) tranparan dan ditembus cahaya maka nauplius Artemia akan berenang bebas dalam wadah penetasan. Oleh karena itu pada saat pemanenan nauplius, sebaiknya bagian dasar wadah disinari lampu dari arah samping agar nauplius berkumpul pada dasar wadah. Selain nauplius, di dasar wadah juga akan terkumpul kista yang tidak menetas. Sedangkan cangkang (kulit) cyste akan mengembang berada diatas permuakaan air wadah penetasan.

Menghitung derajat penetasan (HR)

Penghitungan derajat penetasan dilakukan bersamaan pada saat pemanenan berlangsung, penghitungan ini menggunakan metode pengambilan sempel, mula-mula mengambil nauplius artemia dalam wadah dengan menggunakan pipet/spuit ukuran 1 ml, kemudian disimpan dalam piring untuk dilakukan penghitungan secara manual (kasat mata). Untuk masing-masing wadah penetasan diambil tiga kali sempel, selanjutnya dihitung rara-rata hasil sempel. Dari hasil penghitungan sempel ini, maka di dapat hasil HR sebagai berikut :

1. Non Dekapsulasi = total nauplius 320.000 ekor

HR=(∑Cyste yang menetas)/(∑▒ Cyste yang ditetaskan) x100%

HR= 320.000/545.100 X 100 %

HR = 58,72 %

2. Dekapsulasi = total nauplius 125.000 ekor

HR=(∑Cyste yang menetas)/(∑▒ Cyste yang ditetaskan) x100%

=(125.000 ekor)/545.100 X100 %

= 22,93 %

Dari data tersebut dapat dilihat jumlah cyste artemia yang menetas (Hatching rate) lebih besar pada perlakuan non-dekapsulasi dibandingkan perlakuan dekapsulasi. Tujuan awal dilakukan metode dekapsulasi adalah meningkatkatkan daya tetas cyste artemia atau biasa disebut dengan peningkatan heacthing rate (hareta, 1997). Akan tetapi dari hasil praktikum ini bertolak belakang dengan pernyataan tersebut, HR cyste artemia yang mendapat perlakuan dekapsulasi jauh lebih rendah dibandingkan dengan cyste non-dekapsulasi. Hal ini dapat dipengaruhi oleh beberapa factor diantaranta : suhu, aerasi, kepadan cyste, salinitas air, intensitas cahaya, kualitas cyste artemia serta ketebalan lapisan klorin cyste. Sedangkan dalam praktikum ini banyaknya cyste yang tidak menetas adalah akibat dari penanganan pada saat cyste diberi chlorine, dimana yang seharusnya dimasukkan kedalam beaker glas dan diaresai kuat hingga 5-15 menit, namun dalam praktikum ini dengan cara pengadukan secara manual (diputar).

Hal ini yang mengakibatkan cyste artemia pecah/mati karena dapat terjadi penggilasan cyste oleh alat pengaduk. Selain itu karena terjadinya pemadaman listrik pada malam hari kurang lebih 3-4 jam sehingga mengakibatkan aerasi tidak berfungsi, hal ini dapat menyebabkan kurangnya oksigen terlarut dan tidak terjadinya pengadukan media dalam wadah penetasan. Sehingga mengakibatkan banyak cyste artemia tidak menetas.

BAB IV

KESIMPULAN DAN SARAN

A. Kesimpulan

Penetasan cyste artemia dengan metode dekapsulasi lebih baik dibandingkan dengan non-dekapsulasi, namun dalam praktikum ini mendapatkan hasil yang sebaliknya. Hal ini karena diakibatkan oleh tidak ada kecermatan dalam prosedur proses perlakuan dekapsulasi terutama tahap pemberian khlorin serta fasilatas penunjang listrik yang terganggu. Dari hasil ini maka dapat disimpulkan bahwa dengan metode dekapsulasi dinyatakan tidak berhasil karena dibawah nilai 50 % dengan hasil presentase Hacthing Rate (HR) hanya 22,93 %. Sedangan dengan metode non-dekapsulasi Hacthing Rate (HR) hasilnya adalah 58,72 %. Maka presentasi ini dapat dinyatakan berhasil melakukan penetasan cyste artemia.

B. Saran

Saran yang dapat praktikan berikan adalah harus adanya konsolidasi dari para praktikum dan dosen pembimbing praktikum untuk mengikuti dan kecermatan dalam prosedur kerja agar mendapatkan hasil yang maksimal.

DAFTAR PUSTAKA

Gusrina, (2008). Budidaya Ikan Jilid 1, 2 dan 3 untuk SMK. Jakarta : Direktorat Pembinaan Sekolah Menengah Kejuruan, Direktorat Jenderal Manajemen Pendidikan Dasar dan Menengah, Departemen Pendidikan Nasional.

Anonim, (2008). Artemia Pakan Alami Berkualitas untuk Ikan dan Udang. Diakses pada tanggal 03 Juli 2011 pada pukul 19.00 WIB. Situs :

http://mantauresearcher.blogspot.com/2008_01_01_archive.html.

Anonim, (2009). Pengaruh Perlakuan Dekapsulasi Dan Non-Dekapsulasi Terhadap Hatching Rate Artemia. Diakses tanggal 02 juni 2011 pada pukul 19.00 WIB. Situs :

http://ismail-jeunib.blogspot.com/2009/11/pakan-alami-artemia.html

http://defishes.xanga.com/715768618/kultur-pakan-alami-kpa/

http://my.opera.com/sampahbermanfaat/blog/show.dml/4450747

Sex Reversal Pada Ikan Nila

BAB I

PENDAHULUAN

 

 

  1. A.    Latar Belakang

Ikan nila (Oreochromis niloticus) merupakan salah satu jenis ikan tilapia yang indigenous di Benua Afrika. Namun demikian, pada saat ini ikan nila telah menyebar di berbagai  negara di dunia  termasuk Indonesia  (Popma  &  Lovshin 1995). Secara global, ikan tilapia merupakan salah satu komoditas penting dengan produksi dan kebutuhan yang semakin meningkat (Fitzsimmons   2008).

Departemen Kelautan dan Perikanan (DKP) juga menempatkan ikan nila sebagai salah satu ikan budidaya air tawar yang mempunyai  nilai ekonomis penting dan Merupakan salah satu dari 10 komoditas utama kegiatan budidaya. Secara biologis, laju  pertumbuhan ikan  nila  jantan lebih cepat dibandingkan dengan ikan  nila   betina (sexual  dimorphism)  (Popma  &  Masser 1999).  Data-data  empiris pada budidaya ikan  nila  menunjukkan penggunaan populasi tunggal kelamin (mono-sex) jantan akan memberikan produksi lebih baik dibandingkan populasi campuran (mixed-sex) (Rakocy &  McGinty 1989;  Tave 1993;  Tave  1996;  Chapman 2000;  Dunham 2004;  Gustiano 2006).

Selain disebabkan oleh fenomena sexual dimorphism, budidaya ikan nila menggunakan benih dengan kelamin jantan dan betina yang dicampur juga mengalami pertumbuhan yang relatif lebih lambat. Hal ini karena terjadinya kematangan kelamin dini pada populasi campuran (Mair et al. 1995). Dijelaskan lebih lanjut bahwa kematangan ke lamin dini tersebut dapat menghambat pertumbuhan populasi karena energi yang digunakan untuk pertumbuhan sebagian terbagi untuk perkembangan kematangan gonad.  Selain itu, adanya anakan yang tidak dikehendaki pada populasi kelamin campuran juga mengakibatkan energi yang harus dikeluarkan dalam rangka  kompetisi  mencari makan semakin besar.

Dampak  yang  terjadi  adalah rendahnya  biomasa ikan pada waktu panen  yang dapat mencapai 30-50%. Untuk menghindari fenomena yang merugikan tersebut, perlu dilakukan budidaya  ikan nila tunggal kelamin, khususnya tunggal kelamin jantan.  Salah satu metode untuk mendapatkan populasi  ikan nila tunggal kelamin jantan yang banyak dilakukan adalah dengan metode pembalikan kelamin atau sex reversal.

Teknik sex reversal pada ikan nila yang banyak dilakukan adalah dengan penambahan hormon sintetik 17a-methyltestosterone (17a-mt). Hasil penelitian menunjukkan bahwa penambahan hormon 17a-mt pada pakan dengan dosis 40-60 mg/kg pakan selama 3-4 minggu pada benih  ikan nila berumur 7-9 hari setelah menetas  efektif untuk  sex reversal  dan  mampu menghasilkan populasi jantan mendekati 100%  ( Bowker  et al. 2007).  Namun  berdasarkan Surat Keputusan Menteri Kelautan dan Perikanan nomor KEP.20/MEN/2003,  hormon  17a-mt termasuk dalam klasifikasi obat keras yang berarti bahwa peredaran dan pemanfaatannya menjadi semakin dibatasi terkait dengan dampak negatif yang dapat ditimbulkan, baik kepada ikan, manusia maupun lingkungan. Hormon 17a-mt yang notabene merupakan hormon sintetik bersifat karsinogenik bagi manusia. Selain itu,  hormon ini juga  berpotensi  menimbulkan pencemaran  lingkungan karena sulit terdegradasi secara alami. Contreras-S?ncez et al. (2001) melaporkan bahwa residu anabolik 17a-mt masih tertinggal dalam sedimen kolam setelah 3 bulan penggunaannya pada maskulinisasi benih ikan nila.

 

 

Dalam rangka menggantikan fungsi hormon 17a-mt, mulai dikembangkan penggunaan bahan-bahan  alternatif yang lebih aman untuk “dikonsumsi”. Salah satu bahan alternatif  yang  mulai  banyak digunakan adalah  bahan  aromatase inhibitor.  Aromatase  inhibitor  adalah bahan kimia yang mampu menghambat sekresi enzim aromatase yang berperan dalam sintesis estrogen dari androgen. Penghambatan ini akan menyebabkan tidak aktifnya proses transkripsi gen-gen aromatase yang mengakibatkan mRNA tidak terbentuk, sehingga terjadi penurunan konsentrasi estrogen yang mengarah pada tidak aktifnya transkripsi dari gen aromatase sebagai  feedback -nya  (Sever  et al.  1999). Penurunan rasio estrogen terhadap androgen menyebabkan terjadinya perubahan penampakan dari betina menjadi menyerupai jantan, atau terjadi maskulinisasi karakteristik seksual sekunder. Penelitian pemanfataan bahan aromatase inhibitor untuk sex reversal  ikan di Indonesia telah dilakukan pada beberapa spesies ikan antara lain pada ikan lele varietas Sangkuriang (Jufrie 2006; Utomo 2006), udang galah (Sarida 2006), ikan platty (Supriatin 2005) dan ikan nila (Astutik 2004; Barmudi 2005; Tasdiq 2005; Lukman 2005; Saputra 2007). Sebagian besar hasil penelitian tersebut, khususnya pada spesies ikan  nila,  menunjukkan bahwa bahan aromatase  inhibitor  berhasil meningkatkan nisbah kelamin jantan antara 65-85%. Pada umumnya, penelitian dilakukan menggunakan bahan uji berupa larva ikan nila hasil pemijahan normal yang terdiri atas genotipe campuran XX  dan XY. Hal ini berimplikasi terhadap tidak akuratnya tingkat efektifitas dan efisiensi bahan aromatase inhibitor yang digunakan untuk  sex reversal  dalam meningkatkan persentase kelamin jantan. Selain itu, penelitian yang dilakukan berhenti sampai dengan diperolehnya nisbah kelamin ikan nila  setelah diberi perlakuan, sedangkan evaluasi performansi benih ikan nila  hasil  sex reversal terutama pada tahap pembesaran belum dilakukan.

Selain melalui metode  sex reversal,  produksi benih ikan  nila  tunggal kelamin jantan juga dapat dilakukan dengan menggunakan induk jantan super (supermale).  Program pembentukan induk ikan nila jantan super di Indonesia telah berhasil dengan dilepasnya varietas GESIT (Genetically Supermale of Indonesian  Tilapia) oleh Balai Besar Pengembangan Budidaya Air Tawar, Sukabumi pada tahun 2006.  Induk  jantan super  yang bergenotipe YY  jika dikawinkan dengan induk betina normal dengan genotipe XX akan menghasilkan keturunan  100%  bergenotipe XY  atau biasa disebut GMT (Genetically Male Tilapia).

 

B.  Tujuan

1. Tujuan dari praktikum ini adalah untuk menghasilkan populasi benih nila jantan pemberian pakan dengan hormon Aromatase Inhibitor  (AI) kepada larva ikan nila merah.

2. Agar mahasiswa nanti mampu menerapkan tehnik dari program sex reversal (monosex) pada biota budidaya yang dikembangkan.

BAB  II

TINJAUAN PUSTAKA

juvenil dan berakhir selama periode 150-500 hari (Yamazaki  1983; Shelton  & Jensen 1979, diacu dalam Pandian & Sheela  1995).  Walaupun determinasi kelamin individu pada awalnya ditentukan oleh genom individu tersebut, tetapi pengalihan dari kelamin genotipe ke kelamin fenotipe dilakukan melalui mekanisme biokimia yang dapat dipengaruhi oleh lingkungan (Chan  &  Yeung 1983). Ditambahkan oleh Dunham (1990) bahwa meskipun jenis kelamin genotipe  ditentukan pada saat terjadinya fertilisasi, tetapi

penetuan jenis kelamin fenotipe dipengaruhi oleh  perkembangan individu tersebut. Jika selama perkembangan individu tersebut diintervensi dengan bahan-bahan tertentu, misalnya hormon androgen atau  estrogen, maka perkembangan gonad dapat berlangsung secara berlawanan dengan yang seharusnya.

 

  1. A.    Sex Reversal 

Sex reversal merupakan suatu teknik untuk mengubah jenis kelamin secara buatan dari ikan jantan menjadi betina atau sebaliknya. Borg (1994) menyatakan bahwa sex reversal  merupakan teknik pembalikan jenis kelamin  pada saat diferensiasi kelamin, yaitu pada saat otak dan embrio masih berada pada keadaan bi-potential  dalam pembentukan kelamin secara fenotipe (morfologis, tingkah laku dan fungsi). Hal ini dijelaskan pula oleh Yamamoto (1969) bahwa perubahan kelamin secara buatan akan sempurna jika dilakukan pada saat mulainya proses diferensiasi kelamin dan berlanjut sampai diferensiasi kelamin terjadi.

B.   Hormon Steroid

Salah satu teknik sex reversal adalah dengan memberikan hormon steroid pada fase labil kelamin. Pada beberapa spesies ikan jenis teleost gonochoristic, fisiologi kelamin dapat dengan mudah dimanipulasi melalui pemberian hormon steroid (Piferrer et al. 1994). Nagy et al. (1981) menjelaskan bahwa keberhasilan manipulasi kelamin pada ikan menggunakan hormon dipengaruhi oleh beberapa faktor antara lain  jenis dan umur  ikan, dosis hormon, lama waktu dan cara pemberian hormon serta lingkungan tempat pemberian hormon dilakukan.

Ditekankan oleh Hunter dan Donaldson  (1983),  bahwa keberhasilan pemberian hormon sangat tergantung pada interval waktu perkembangan gonad, yaitu pada saat gonad dalam keadaan labil sehingga mudah dipengaruhi oleh hormon. Hormon steroid yang dihasilkan oleh jaringan steroidogenik pada gonad terdiri atas hormon androgen untuk maskulinisasi, estrogen untuk feminisasi dan progestin yang berhubungan dengan proses kehamilan (Hadley  1992). Namun, pada tahap perkembangan gonad belum terdiferensiasi menjadi jantan atau betina, hormon steroid belum terbentuk sehingga pembentukan gonad dapat diarahkan dengan menggunakan hormon steroid sintetik (Hunter & Donaldson 1983). Salah satu jenis hormon steroid sintetik yang banyak digunakan untuk proses  sex reversal  pada ikan, khususnya  ikan nila, adalah hormon 17a-methyltestosterone (mt).  Hormon 17a-mt  merupakan hormon androgen yang bersifat stabil dan mudah dalam penanganan (Yamazaki  1983).  Pemberiannya dapat dilakukan secara oral (Misnawati 1997), perendaman embrio alevin maupun larva (Laining 1995) maupun implantasi dan injeksi (Mirza & Shelton 1988).

 

C.   Aromatase dan Aromatase Inhibitor

Selain dengan  pemberian hormon steroid, diferensiasi kelamin juga dipengaruhi oleh ekspresi dari gen yang menghasilkan enzim aromatase (Patino 1997). Aromatase adalah enzim cytochrome P-450 yang mengkatalis perubahan dari  androgen menjadi estrogen. Aktivitas enzim aromatase terbatas pada daerah dengan target estradiol dan berfungsi untuk mengatur  jenis kelamin,  reproduksi dan tingkah laku (Callard et al. 1990).  Ada 2 bentuk gen aromatase  pada ikan yaitu aromatase otak  dan aromatase ovari. Aromatase otak berperan sebagai pengatur perilaku  sex  spesifik pada mamalia  dan  burung (Schlinger  &  Callard 1990, diacu dalam Melo & Ramsdell 2001) dan juga  mengatur reproduksi pada ikan (Pasmanik et al. 1988, diacu dalam Melo & Ramsdell 2001). Aktivitas enzim aromatase pada otak teleostei 100-1000 kali lebih tinggi dibanding pada mamalia. Aktivitas enzim  aromatase ovari kurang dari 1/10 kali aktivitas enzim aromatase otak (Gelinas & Callard 1993, diacu dalam Tchaudakova & Callard 1998). Fungsi cytocrome P-450 pada determinasi jenis kelamin telah teruji karena merupakan enzim yang bertanggung jawab dalam proses aromatisasi dari androstenedione  menjadi estrone  atau testosterone  menjadi estradiol-17ß (Jeyasuria et al. 1986, diacu dalam Kwon et al. 2000). Aktivitas enzim aromatase berkorelasi dengan struktur gonad, yaitu larva dengan aktivitas aromatase rendah akan  mengarah pada terbentuknya testis, sedangkan aktivitas aromatase yang tinggi akan mengarah pada terbentuknya ovari (Sever et al. 1999).

Pada ikan tilapia, sel yang memproduksi  enzim aromatase positif terdapat pada gonad XX  berumur  7 hari setelah menetas. Aromatase ini penting bagi sintes is estrogen yang selanjutnya  akan mempengaruhi penentuan jenis kelamin. Aromatase diekspresikan  pada  gonad XX 10 hari sampai dengan 2 minggu sebelum diferensiasi ovari (Brodie  1991).  Selain pada genotipe XX, aktivitas enzim aromatase juga terdeteksi pada genotipe XY dengan tingkat yang lebih rendah (D’Cotta et al. 2001).

Aromatase inhibitor berfungsi untuk menghambat kerja enzim aromatase dalam sintesis estrogen. Adanya penghambatan ini mengakibatkan terjadinya penurunan konsentrasi estrogen yang mengarah kepada tidak aktifnya transkripsi gen aromatase sebagai  feedback -nya (Sever et al. 1999). Penurunan rasio estrogen terhadap androgen menyebabkan terjadinya perubahan penampakan dari betina menjadi menyerupai jantan, dengan kata lain terjadi maskulinisasi karakteristik seksual sekunder (Davis  et al. 1990).  Secara umum, aromatase  inhibitor menghambat aktivitas enzim melalui 2 cara, yaitu dengan menghambat proses transkripsi gen aromatase sehingga  mRNA  tidak terbentuk dan sebagai konsekuensinya enzim aromatase tidak ada (Sever et al. 1999). Cara kedua adalah melalui cara bersaing dengan substrat selain testosterone sehingga aktivitas enzim aromatase tidak berjalan (Brodie 1991).

 Pada beberapa spesies, penghambatan aromatase menyebabkan pengaruh maskulinisasi sama seperti pengaruh androgen (Kwon  et al.  2000). Pada ikan salmon, penambahan  aromatase  inhibitor  jenis imidazole mampu menghasilkan jantan fungsional sebesar 20% melalui perendaman telur selama 2 jam dengan dosis 10 mg/liter (Piferrer et al. 1994). Pada ikan nilem, perendaman telur selama 4 jam dengan dosis 45 mg/liter mampu menghasilkan 84,83% anakan berkelamin jantan (Wijayanti 2002). Pada ikan  nila merah, perendaman embrio dengan dosis 30 mg/liter menghasilkan anakan berkelamin jantan sebesar 82,22% (Wulansari 2002), bahkan hasil penelitian Kwon et al. (2000) mendapatkan hasil populasiikan nila hampir 100% jantan melalui  penambahan aromatase  inhibitor  jenis fadrozole pada pakan dengan dosis 400 dan 500 mg/kg pakan.

BAB III

BAHAN DA METODE

A. Waktu dan Tempat

    Praktikum praktikum sex reversal dengan metode oral ini dilaksanakan pada :

Hari/Tanggal   : Kamis, 28 April 2011 – Sabtu, 07 Mei 2011

Tempat            : Hatchery Departemen Perikanan dan Kelautan VEDCA Cianjur

B. Alat Dan Bahan

                     Adapun alat dan bahan yang digunakan dalam praktikum sex reversal yaitu :

  1. Alat ;
  • Timbangan digital
  • Akuarium ukuran 70 x 40 x 40
  • Petridis
  • Aerator
  • Ember
  • Seser halus
  • Selang sifon
  • Alat tulis
  1. Bahan;
  • Larva ikan nila merah100 ekor
  • Hormon Aromatase Inhibitor (AI)
  • Alcohol 70%
  • Pakan berbentuk tepung
  • Air bersih

C.   Prosedur Kerja

            Prosedur kerja praktikum sex reversal ini adalah sebagai berikut:

  1. Persiapkan alat dan bahan yang akan digunakan
  2. Bersihkan akuarium dan isi air setinggi 30 cm
  3. Ambil benih ikan nila yang baru berumur 7-10 hari sebanyak 100 ekor dan timbang beratnya setelah itu masukan benih tersebut dalam akuarium yang telah disiapkan sebelumnya.
  4. Timbang pakan yang akan digunakan sesuai dengan dosis yang telah ditentukan berdasarkan biomasa ikan untuk 10 hari pemeliharaan.
  5. Timbang hormon Aromatase Inhibitor (AI) yang akan digunakan untuk metode sex reversal sistem oral berdasarkan berat biomasa ikan.
  6. Campurkan pakan kedalam hormon yang telah diencerkan dengan alcohol 70% dalam wada Petridis.
  7. Aduk pakan dan hormon tersebut sampai merata setelah itu baru diangin-anginkan beberapa saat kemudian pakan dibungkus dengan kertas menjadi 30 bungkus (1 bungkus untuk 1 kali pemberian).
  8. Pakan diberikan setiap hari dengan frekuensi pemberian pakan 3 kali sehari.
  9. Lakukan pergantian air dan penyiponan bila media pemeliharaan kotor.

Pemeliharaan dilakukan 10 hari setelah itu lakukan pemanenan untuk menghitung derajat kelangsungan hidup larva ((/SR).

BAB IV

HASIL DAN PEMBAHASAN

  1. A.    Hasil

              Hasil praktikum sex reversal ikan nila merah ini dapat dilihat sebagai berikut :

Berat nila 100 ekor   : 0,7 gr

Dosis pakan              : 40 % X biomassa =  0,28 gr

Dosis hormon AI      : 60 mg/kg = 0,0168 mg dibulatkan = 0,02 mg/gr pakan

Pemeliharaan             : 10 hari

B.  Pembahasan

Ikan yang akan dilakukan sex reversal terlebih dahulu ditimbang berat tubuhnya. Karena ukuran larva nila ini relatif kecil dengan umur 7-10 hari, maka penimbangan dilakukan dengan metode volumetric secara keseluruhan ikan dimasukan dalam wadah berisi air dan ditimbang. Hasilnya ditemukan total berat ikan secara keseluruhan adalah : 0,7 gr atau Berat ikan 0,007 gr/ekor. Perhitungan dosis pakan dilakukan dengan mengalikan berat tubuh ikan dengan FR yang diharapkan perhari. total pakan 0,028 gr/hari x 10 hari = 0,28 gr

Setelah ditemukan dosis pakan, selanjutnya dilakukan penghitungan dosis hormon Aromatase Inhibitor (AI). Caranya adalah dengan mengalikan dosis pakan (dalam kg) dengan 60 mg (untuk ikan nila). Hasilnya ditemukan dosis hormon 0,02 mg/gr pakan x 0,28 gr = 0,056 mg dengan frekuensi  pemberian 3 kali sehari.

            Sebelum dicampurkan dengan pakan, hormon dilarutkan dengan pelarut polar (alcohol 70%) dan kemudian dicampur secara merata dengan pakan, sebelum pakan dibungkus dengan kertas terlebih dahulu pakan diangin-anginkan sampai kering. Selanjutnya pakan dibagi menjadi sebanyak 30 bungkus untuk pemberian selama 10 hari, dan diberikan pada ikan 3 kali sehari yaitu pagi, siang dan sore.

Pada akhir dari praktikum ini didapat tingkat derajat kelangsungan hidup larva (SR) 62%, dengan rumus . Hasil ini dapat dikatakan masih baik karena masih diatas nilai 50%, sedangkan tingkat pertumbuhan dari jumlah pakan yang diberikan tidak dihitung. Kurangnya daya dukung praktikum menjadi kendala yang dihadapi sehingga dalam melakukan praktikan tidak mampu untuk menentukan faktor apa saja yang mempengaruhi tingkat kerja hormon Aromatase Inhibitor (AI) yang diberikan pada larva. Ikan yang telah dilakukan perangsangan hormon belum bisa di identifikasi jenis kelamin dengan mata terbuka. Sehingga ikan yang telah dilakukan proses perangsangan tersebut belum diketahui prosentase terjadinya jantan dan betina.

BAB  V

P E N U T U P

 

 

A.  Kesimpulan

Kesimpulan yang dapat diambil dari praktikum ini yaitu :

  1. Aromatase inhibitor berfungsi untuk menghambat kerja enzim aromatase dalam sintesis estrogen. Adanya penghambatan ini mengakibatkan terjadinya penurunan konsentrasi estrogen yang mengarah kepada tidak aktifnya transkripsi gen aromatase sebagai  feedback-nya. Penurunan rasio estrogen terhadap androgen menyebabkan terjadinya perubahan penampakan dari betina menjadi menyerupai jantan, dengan kata lain terjadi maskulinisasi karakteristik seksual sekunder.
  2. Pemberian hormon Aromatase Inhibitor (AI) dengan metode oral pada larva ikan nila merah ini dilakukan dengan tujuan sex reversal untuk penjantanan. Pemberian hormon ini dilakukan pada larva yang berumur 7-10 hari. Karena larva pada umur ini belum terjadi proses diferensiasi sex (belum pasti) jenis kelamin ikan.
  3. Derajat kelangsungan hidup larva (SR) pada praktikum ini adalah 62%. Hasil ini dapat dikatakan masih baik karena masih diatas nilai 50%, sedangkan tingkat pertumbuhan dari jumlah pakan yang diberikan tidak dihitung.
  4. Ikan yang telah dilakukan perangsangan hormon belum bisa di identifikasi jenis kelamin dengan mata terbuka. Sehingga ikan yang telah dilakukan proses perangsangan tersebut belum diketahui prosentase terjadinya jantan dan betina. Karena keterbatasan alat dan waktu praktikum.

B. Saran

Untuk praktikum selanjutnya diharapkan agar waktu diperpanjang sampai larva dapat diidentifikasi proses perubahan sex kelaminnya agar praktikan dilibatkan langsung pada proses pengamatan dan dapat mengetahui faktor-faktor apa yang mempengaruhi proses jantanisasi dan kelangsungan hidupnya.

DAFTAR  PUSTAKA

 

Arie, Usni. 2004. Pembenihan dan Pembesaran Ikan Nila Gift. Jakarta : Penebar Swadaya

Gusrina, 2008. Budidaya Ikan Jilid 1, 2 dan 3  untuk SMK. Jakarta : Direktorat Pembinaan Sekolah Menengah Kejuruan, Direktorat Jenderal Manajemen Pendidikan Dasar dan Menengah, Departemen Pendidikan Nasional,

Mantau, 2005. Produksi Benih Ikan Nila Jantan Dengan Rangsangan Hormon Metil Testosterondalam Tepung Pellet. Jakarta : Jurnal Litbang Pertanian

Ginogenesis Pada Ikan Mas (Cyprinus carpio)

BAB  I

PENDAHULUAN

 

 

A. Latar  Belakang

           Partenogenesis adalah satu-satunya proses reproduksi yang sama sekali tak memerlukan peran pejantan. Keturunan partenogenesis akan betina semua jika dua kromosom yang sama membentuk jenis kelamin betina (sistem kromosomnya XX adalah betina dan XY jantan), salah atunya adalah ginogenesis.

           Ginogenesis adalah proses terbentuknya zigot dari gamet betina tanpa kontribusi dari gamet jantan. Dalam ginogenesis gamet jantan hanya berfungsi untuk merangsang perkembangan telur dan sifat-sifat genetisnya tidak diturnkan. Ginogenesis dapat terjadi secara alami dan buatan.

           Ginogenesis buatan dapat dilakukan dengan mutagenesis sperma dengan sinar ultraviolet (UV) dan kejutan panas. Radiasi yang terjadi merupakan proses penyinaran dengan menggunakan bahan mutagen untuk menghasilkan mutan. Sinar ultraviolet (UV) merupakan radiasi yang juga merupakan sinar tidak tampak yang mempunyai panjang gelombang 200-380 nm.

B. Tujuan

Tujuan dari percobaan ini adalah untuk mempelajari teknik ginogenesis dengan metodde kejutan panas.

BAB  II

TINJAUAN PUSTAKA

 

 

Mas atau Ikan karper (Cyprinus carpio) adalah ikan air tawar yang bernilai ekonomis penting dan sudah tersebar luas di Indonesia.

Sistematika dan Morfologi

Ahli perikanan Dr. A.L Buschkiel dalam RO. Ardiwinata (1981) menggolongkan jenis ikan karper menjadi dua golongan, yakni pertama, jenis-jenis karper yang bersisik normal dan kedua, jenis kumpai yang memiliki ukuran sisrip memanjang. Golongan pertama yakni yang bersisik normal dikelompokkan lagi menjadi dua yakni pertama kelompok ikan karper yang bersisik biasa dan kedua, bersisik kecil.

Sedangkan Djoko Suseno (2000) mengemukakan, berdasarkan fungsinya, ras-ras ikan karper yang ada di Indonesia dapat digolongkan menjadi dua kelompok. Kelompok pertamamerupakan ras-ras ikan konsumsi dan kelompok kedua adalah ras-ras ikan hias.

Ikan karper sebagai ikan konsumsi dibagi menjadi dua kelompok yakni ras ikan karper bersisik penuh dan ras ikan karper bersisik sedikit. Kelompok ras ikan karper yang bersisik penuh adalah ras-ras ikan karper yang memiliki sisik normal, tersusun teratur dan menyelimutiseluruh tubuh. Ras ikan karper yang termasuk ke dalam kelompok ini adalah ikan karper majalaya, ikan karper punten, ikan karper si nyonya dan ikan karper merah atau mas. Sedangkanyang tergolong dalam ras karper bersisik sedikit adalah ikan karper kaca yang oleh petani di Tabanan biasa disebut dengan nama karper gajah. Untuk kelompok ras ikan karper hias,beberapa di antaranya adalah karper kumpay, kaca, mas merah dan koi.

Secara morfologis, ikan karper mempunyai bentuk tubuh agak memanjang dan memipih tegak. Mulut  terletak di ujung tengah dan dapat disembulkan. Bagian anterior mulut terdapat dua pasang sungut berukuran pendek. Secara umum, hampir seluruh tubuh ikan karper ditutupi sisik dan hanya sebagian kecil saja yang tubuhnya tidak ditutupi sisik. Sisik ikan karper berukuran relatif besar dan digolongkan dalam tipe sisik sikloid berwarna hijau, biru, merah, kuning keemasan atau kombinasi dari warna-warna tersebut sesuai dengan jenisnya.

Dahulu tercatat ada delapan varitas ikan mas yang tersebar di beberapa daerah tanah air. Dari varitas-varitas itu sudah terbukti Namun dari semua varitas itu belum ditemukan kemurniannya berdasarkan sifat-sifat, dan morfologi dengan kelengkapan sejarahnya. Kemurnian induk ikan mas harus dikembalikan. Salah satu cara yang bisa dilakukan untuk mengembalikan kemurniannya adalah dengan melakukan persilangan-persilangan dalam (in breeding). Namun cara ini membutuhkan lebih dari enam generasi. Satu generasi membutuhkan waktu 2 tahun, yaitu waktu yang dibutuhkan untuk mendapatkan induk. Jadi cara ini membutuhkan waktu selama 12 tahun.

Untuk memperpendek masa pemurnian dapat dilakukan dengan cara ginogenesis. Cara ini bisa merubah dari 6 generasi menjadi 2 generasi, strain murni sudah dapat diperoleh pada generasi kedua. Keberhasilan cara ini tergantung dari ketelitian perlakuan dan kesuburan betina ginigenesi (Nagy, Bersenyi dan Csanyi, 1981 : Sumantadinata).

Nagy et al,. 1978 ; Hollebeck et al,. 1986: Sumantadinata, 1988), menyebutkan ginogenesis adalah terbentuknya zigot 2n (diploid) tanpa peranan genetic gamet jantan. Jadi gamet jantan hanya berfungsi secara fisik saja, sehingga prosesnya hanya merupakan perkembangan pathenogenetis betina (telur). Untuk itu sperma diradiasi. Radiasi pada ginogenesis bertujuan untuk merusak kromososm spermatozoa, supaya pada saat pembuahan tidak berfungsi secara genetic (Sumantadinata, 1988). Nagy et al,. 1981, menyebutkan pemijahan dengan cara ginogenesis akan menghasilkan selurunya berkelamin jantan.

Ginogenesis merupakan reproduksi seksual yang jarang terjadi pada pembuahan, karena nukleus sperma yang masuk ke dalam telur dalam keadaan tidak aktif, sehingga perkembangan telurnya hanya dikontrol oleh sifat genetik betina saja. Oleh karena itu, keturunannya merupakan replika dari induk betina baik secara marfologi maupun susunan genetiknya (Purdon, 1983).

Ginogenesis buatan dilakukan melalui beberapa perlakuan pada tahapan pembuahan dan awal perkembangan embrio. Perlakuan ini bertujuan 1).  membuat supaya bahan genetik jantan menjadi tidak aktif  2). mengupayakan terjadinya diploisasi agar telur dapat menjadi zigot (Nagy, et al,. 1979). Bahan genetik dalam spermatozoa dibuat tidak aktif dengan radiasi sinar gama, sinar X dan sinar ultraviolet (Purdon, 1983). Sinar ultraviolet banyak digunakan, karena murah.

 

 

 

 

 

 

 

 

BAB III

BAHAN DAN METODE

A.  Waktu dan Tempat

Praktikum Ginogenesis pada ikan mas (Ciprinus carpio) dengan metode kejutan suhu panas 40° C  ini dilaksanakan pada:

Hari/Tanggal   : Kamis, 05 Mei 2011

Tempat            : Hatchery Departemen Perikanan dan Kelautan VEDCA Cianjur

B.  Alat dan Bahan

Adapun alat dan bahan yang diperlukan dalam praktikum ini adalah;

      1.   Alat:

  • Kotak radiasi UV 15 W
  • Akuarium
  • Mangkuk
  • Lempengan kaca
  • Water heater
  • Cawan
  • Stopwatch
  • Aerator
  • Selang
  • Bulu ayam
  • Waskom
  • Waterbath
  • Alat tulis

      2.   Bahan:

  • Induk ikan mas (jantan dan betina) matang gonad
  • Larutan fisiologis
  • Larutan pembuahan (aquabides)

C.  Prosedur Praktikum

Adapun langkah kerja dalam praktikum ini adalah:

  1. Menyiapkan alat dan bahan
  2. Mengecek kesiapan alat dan bahan serta melakukan penyuntikan induk ikan
  3. Melakukan striping induk jantan
  4. Melakukan pengenceran sperma 100 x
  5. Menuangkan sperma kedalam cawan dengan ketebalan 1 mm
    1. Cawan yang berisi sperma diradiasi didalam kotak UV selama 2 menit, dengan jarak 15 cm. (untuk semua betina)
    2. Melakukan striping induk betina
    3. Melakukan pencampuran sperma dan telur
    4. Member larutan pembuahan

10. Meletakkan telur yang telah terbuahi ke permukaan lempengan kaca

11. Melakukan kejutan suhu panas, dengan cara menaruh lempengan kaca berisi telur kedalam air air panas dengan suhu (40° C) selama 2 menit

12. Menetaskan telur tersebut

13. Memelihara larva dan benih

14. Menguji kelamin dan menguji kromosom

BAB IV

HASIL DAN PEMBAHASAN

 

  1. A.    HASIL

Praktikum ginogenesis pada ikan mas ini tidak ada hasil/gagal, artinya tidak ada penetasan telur, sehingga tidak ada kegiatan pemeliharaan sampai pengujian kelamin pada larva sebagai tujuan dari praktikum. Adapun hasil dari berat induk dan dosis penyuntikan sbb :

No.

Induk

Bobot

(Kg)

Dosis Ovaprim (ml/Kg)

Jumlah Ovaprim (ml)

1.

Jantan

0,8

0,2

0,16

2.

Betina

1

0,2

0,20

 

  1. B.   PEMBAHASAN

 

Ginogenesis merupakan keturunan yang dihasilkan melaui mekanisme partenogenesis, tapi telur membutuhkan rangsangan dari sperma untuk berkembang. Namun, sel sperma tidak menyumbangkan materi genetic apapun pada anak.

Sebelum melakukan ginogenesis buatan dengankejutan suhu, dilakukan penyuntikan induk ikan mas (ciprinus carpio.) dengan Ovaprime, dengan tujuan mempercepat pematangan gonad. ovaprime merupakan produk yang mengandung 20µg D-Arg6, Pro9-Net sGnRH dan 10 mg domperidone per ml propylene glycol. Ovaprim telah teruji dan terbukti efektif pada ikan, dimana secar signifikan mendorong pematangan tanpa mempengaruhi kemampuan hidup dan fekunditas suatu ikan.

Proses selanjutnya adalah menghancurkan materi genetik sperma dengan sinar ultraviolet (UV), dengan tujuan menonaktifan material genetik sperma melalui radiasi dengan bahan mutagen sehingga sperma hanya mampu merangsang perkembangan telur tanpa menurunkan sifat genetik. Dunham (2004) dalam Yusrizal (2004) menyatakan bahwa bahan mutagen yang dapat merusak gen pada sperma ada bermacam-macam yaitu sinar gamma, sinar ultraviolet (UV), dan sinar X.

Setelah peradiasian sinar UV dilakukan pengecekan sperma. Hal tersebut untuk melihat motilitas Jika sperma motil tanpa materi genetik di dalamnya maka dapat dilakukan perlakuan ginogenesis selanjutnya. Jika sperma itu nonmotil atau mati maka ginogenesis tidak dapat terjadi yang terjadi hanya diploidisasi biasa.Sel sperma motil tanpa materi genetik yang di dapat dicampurkan dengan sel telur. Tujuannya untuk melakukan pembuahan. Pada proses ini sperma bergerak mencari sel telur yang akan dibuahi.

Kemudian dilakukan kejutan suhu, perlakuan ini bertujuan untuk mencegah pengurangan kromosom betina pada proses perkembangan telur yang akhirnya dapat menghasilkan zigot yang diploid dan homozigot sebab pada dasarnya embrio ginogenetik adalah haploid. Pembentukkan diploid ginogenetik dengan menggunakan kejutan panas lebih baik dibandingkan dengan menggunakan kejutan dingin. Lama kejutan, suhu dan waktu awal kejutan yang diberikan setelah pembuahan untuk tiap jenis sperma dalam tiap petridisch.

Ginogenesis secara spontan dapat terjadi akibat tertahannya polar body II oleh spermatozoa. Hal ini disebabkan pada saat polar body II akan keluar bertabrakan dengan spermatozoa yang akan masuk ke dalam mikrofil sehingga polar body II tidak jadi keluar dan spermatozoa terpental keluar, akibatnya gamet jantan digantikan oleh polar body II sehingga ploidi tetap dua. Sedangkan pada ginogenesis buatan dilakukan dengan cara memanipulasi kromosom. Diploid ginogenetik meiotik diperoleh dari tertahannya polar body II oleh kejutan panas pada saat meiosis kedua sedangkan diploid ginogenetik mitotik diperoleh akibat tertahannya pembelahan pertama sel sehingga sel yang terbentuk menjadi diploid

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

BAB V

P E N U T U P

  1. A.    Kesimpulan

Ginogenesis merupakan teknik rekayasa genetika untuk menghasilkan keturunan yang kita inginkan. Pada praktikum ginogenesis ini telur tidak terjadi penetasan. Kegagalan ini dipengaruhi berbagai faktor, sesuai dengan apa yang praktikan alami dalam kegiatan ini antara lain yaitu :

  1. Persiapan alat dan bahan yang kurang sehingga pada saat pelaksanaan setiap kelompok saling bergiliran contohnya ; alat pengkur suhu dan bulu ayam. Dengan interval waktu yang lama ini sangat berpengaru terhadap kelangsungan hidup telur.
  2. Fator lingkungan, seperti kualitas air juga aerasinya yang kurang diperhatikan.
  3. Faktor fisiologis daya tetas telur ikan mas 18-24 jam. Hal ini juga menjadi kendala dalam proses penetasan.
  1. B.     Saran

Dalam melakukan kegiatan praktikum kerjasama dalam kelompok serta antar kelompok sangat dibutuhkan, disamping itu ketelitian dan kecermatan dalam persiapan alat dan bahan dalam melakukan kegiatan praktikum sangat diharapkan agar dapat diperoleh hasil praktikum yang diinginkan.

 

DAFTAR PUSTAKA

 

 

Gusrina, 2008. Budidaya Ikan Jilid 1, 2 dan 3  untuk SMK. Jakarta : Direktorat Pembinaan Sekolah Menengah Kejuruan, Direktorat Jenderal Manajemen Pendidikan Dasar dan Menengah, Departemen Pendidikan Nasional,

 

Pembebihan Ikan Lele Dumbo Dengan Metode Pemijahan Secara Alami

BAB I

PENDAHULUAN

 

 

A. Latar Belakang

Pemijahan merupakan bagian dari reproduksi ikan yang menjadi mata rantai daur hidup kelangsungan hidup spesies. Penambahan populasi ikan bergantung kepada berhasilnya pemijahan ini dan juga bergantung kepada kondisi dimana telur dan larva ikan diletakkan untuk tumbuh. Oleh karena itu sesungguhnya pemijahan menuntut suatu kepastian untuk keamanan kelangsungan hidup keturunannya dengan memilih tempat, waktu dan kondisi yang menguntungkan. Berdasarkan hal ini pemijahan tiap spesies ikan mempunyai kebiasaan yang berbeda tergantung kepada habitat pemijahan itu untuk melangsungkan prosesnya.

Dalam keadaan normal ikan melangsungkan pemijahan minimum satu kali dalam satu daur hidupnya seperti yang terdapat pada ikan salmon dan sidat. Sesudah melakukan pemijahan, induk ikan tersebut mati karena kehabisan tenaga. Hampir semua ikan pemijahannya berdasarkan reproduksi seksual yaitu terjadinya persatuan sel produksi organ seksual yang berupa telur dari ikan betina dan spermatozoa dari ikan jantan. Dari persatuan kedua macam sel tersebut akan terbentuk individu baru yang akan menambah besarnya populasi. Persatuan kedua macam sel seks tadi ada yang terjadi di dalam tubuh (pembuahan di dalam atau fertilisasi internal) dan ada pula yang terjadi di luar tubuh (fertilisasi eksternal). Ikan yang mengadakan fertilisasi internal mempunyai perlengkapan tubuh untuk memastikan berhasilnya fertilisasi tadi dengan organ khusus (copulatory organ) untuk keperluan ini, organ tersebut biasanya terdapat pada ikan jantan saja.

Ikan lele yang hidup di alam memijah pada musim penghujan dari bulan Mei sampai Oktober. Ikan lele juga dapat memijah sewaktu-waktu sepanjang tahun, apabila keadaan air kolam sering berganti. Pemijahan juga di pengaruhi oleh makanan yang diberikan. Makanan yang bermutu baik akan meningkatkan vitalitas ikan sehingga ikan lele lebih sering memijah. Apabila telah dewasa, lele betina akan membentuk telur di dalam indung telurnya. Sedangkan lele jantan membentuk sperma atau mani. Bila telur-telurnya telah berkembang maksimum yaitu mencapai tingkat yang matang untuk siap dibuahi maka secara alamiah ikan lele akan memijah atau kawin.

Lele dumbo adalah ikan pendatang baru yang merupakan keturunan lele hasil persilangan antara lele asli Taiwan dan lele yang berasal dari Afrika. Ikan hasil persilangan ini kemudian di introduksi ke negara kita sekitar tahun 1986. Karena ukuran tubuh yang sangat cepat besar atau bongsor, lele ini kemudian dinamakan lele dumbo.

Kegiatan pembenihan lele dumbo saat ini telah berkembang dengan pesat. Pembenihan lele dumbo yang dilakukan oleh petani dilakukan dengan cara dan peralatan yang sederhana. Biasanya hanya memanfaatkan bahan- bahan yang mudah didapat dengan harga yang terjangkau. Disamping itu, tenaga kerja yang digunakan cukup dengan hanya memanfaatkan tenaga anggota keluarga petani yang bersangkutan.

Kegiatan pembenihan ikan lele merupakan kegiatan awal di dalam budidaya ikan lele. Tanpa kegiatan pembenihan, kegiatan yang lain, yakni pendederan dan pembesaran semuanya berasal dari kegiatan pembenihan. Kegiatan pembenihan lele dumbo yang akan diuraikan berikut adalah kegiatan yang biasa dilakukan para petani, baik secara semi intensif maupun intensif. Secara garis besar, kegiatan pembenihan meliputi pemeliharaan induk, pemilihan induk yang siap pijah, pemijahan, dan perawatan larva atau benih.

B.  Tujuan

  1. Tujuan umum yaitu : Agar mahasiswa mempunyai kemampuan/skill untuk melakukan cara dan teknik pemijahan pada ikan yang dibudidayakan.
  2. Tujuan khusus yaitu : Agar mahasiswa mampu meyeleksi induk ikan lele yang telah matang gonad serta mampu melakukan kegiatan pemijahan ikan sampai pada pemeliharaan larvanya.

 

 

 

 

 

 

BAB II

TINJAUAN PUSTAKA

A.  Klasifikasi Ikan Lele Dumbo (Clarias sp.)

Menurut Sanin (1984) dan Simanjuntak (1989) dalam Rustidja (1997) klasifikasi ikan lele dumbo adalah sebagai brikut:

Filum               :  Chordata

Kelas               :  Pisces

Subkelas          :  Teleostei

Ordo                :  Ostariophysi

Subordo          :  Siluroidae

Famili              :  Clariidae

Genus              :  Clarias

Spesies            :  Clarias sp.

B.  Morfologi dan Biologi Ikan Lele Dumbo (Clarias sp.)

Menurut Najiyati (1992), dalam Rustidja (1997) bentuk luar ikan lele dumbo yaitu memanjang, bentuk kepala pipih dan tidak bersisik. Mempunyai sungut yang memenjang yang terletak di seitar kepala sebagai alat peraba ikan. Mempunyai alat olfactory yang terletak berdekatan dengan sungut hidung . Penglihatannya kurang berfungsi dengan baik. Ikan lele dumbo mempuyai 5 sirip yaitu sirip ekor, sirip punggung, sirip dada, dan sirip dubur. Pada sirip dada jari-jarinya mengeras yang berfungsi sebagai patil, tetapi pada lele dumbo lemah dan tidak beracun. Insang berukuran kecil, sehingga kesulitan jika bernafas. Selain brnafas dengan insang juga mempunyai alat pernafasan tambahan (arborencent) yang terletak padainsang bagian atas.

Sebagaimna halnya ikan dari jenis lele, lele dumbo memiliki kulit tubuh yang licin, berlendir, dan tidak bersisik. Jika terkena sinar matahari, warna tubuhnya otomatis menjadi loreng seperti mozaik hitam putih. Mulut lele dumbo relatif lebar, yaitu sekitar ¼ dari panjang total tubuhnya. Tanda spesifik lainnya dari lele dumbo adalah adanya kumis di sekitar mulut sebanyak 8 buah yang berfungsi sebagai alat peraba. Saat berfungsi sebagai alat peraba saat bargerak atau mencari makan (Khairuman, 2005).

Menurut Puspowardoyo (2003), memiliki patil tidak tajam dan giginya tumpul. Sungut lele dumbo relatif panjang dan tampak labih kuat dari pada lele lokal. Kulit dadanya terletak bercak-bercak kelabu seperti jamur kullit manusia (panu). Kepala dan punggungnya gelap kehitam-hitaman atau kecoklat-coklatan. Lele dumbo memiliki sifat tenang dan tidak mudah berontak saat disentuh atau dipegang. Penampilannya kalem dan tidak banyak bergerak. Lele dumbo suka meloncat bila tidak merasa aman.

Pada lele, menurut Najiyati (1992), alat pernapaasan tambahan terletak di bagian kepala. Alat pernapasan ini berwarna kemerahan dan berbentuk seperti tajuk pohon rimbun yang penuh kapiler-kapiler darah. Mulutnya terdapat di bagian ujung moncong dan dihiasi oleh empat pasang sungut, yaitu 1 pasang sungut hidung, 1 pasang sungut maksilan (berfungsi sebagai tentakel), dan dua pasang sungut mandibula. Insangnya berukuran kecil dan terletak pada kepala bagian belakang.

Gambar 1. Kelamin jantan dan betina ikan lele dumbo (Clarias sp.)

Gambar 2.  Ikan lele dumbo (Clarias sp.)

1 : Panjang Standar                 2 : Panjang Kepala                  3 : Tinggi Badan

A : Mandibular Barbel            B : Maxilaris Barbel                C : Sirip Perut

D : Sirip Pectoral                     E : Sirip Verbral                      F : Sirip Caudal

C.  Karakteristik Ikan Lele Dumbo (Clarias sp.)

Ikan Lele termasuk dalam jenis ikan air tawar dengan ciri – ciri tubuh yang memanjang, agak bulat, kepala gepeng, tidak memiliki sisik, mulut besar, warna kelabu sampai hitam. Disekitar mulut terdapat bagian nasal, maksila, mandibula luar dan mandibula dalam, masing-masing terdapat sepasang kumis. Hanya kumis bagian mandibula yang dapat digerakkan untuk meraba makanannya. Kulit lele dumbo berlendir tidak bersisik, berwarna hitam pada bagian punggung (dorsal) dan bagian samping (lateral). Sirip punggung, sirip ekor, dan sirip dubur merupakan sirip tunggal, sedangkan sirip perut dan sirip dada merupakan sirip ganda. Pada sirip dada terdapat duri yang keras dan runcing yang disebut patil. Patil lele dumbo tidak beracun (Suyanto 2007). Lele juga memiliki alat pernafasan tambahan berupa modifikasi dari busur insangnya. Terdapat sepasang patil, yakni duri tulang yang tajam, pada siripsirip dadanya. Lele tidak pernah ditemukan di air payau atau air asin, kecuali lele laut yang tergolong ke dalam marga dan suku yang berbeda (Ariidae). Habitatnya di sungai dengan arus air yang perlahan, rawa, telaga, waduk, sawah yang tergenang air. Bahkan ikan lele bisa hidup pada air yang tercemar, misalkan di got-got dan selokan pembuangan. Ikan lele bersifat nokturnal, yaitu aktif bergerak mencari makanan pada malam hari. Pada siang hari, ikan lele berdiam diri dan berlindung di tempat gelap. Di alam, ikan lele memijah pada musim penghujan.(www.fishbase.org)

Ikan lele dumbo adalah jenis ikan hibrida hasil silangan antara Clarias gariepinus dengan C. fuscus dan merupakan ikan introduksi yang pertama kali masuk ke Indonesia pada tahun 1985. Secara biologis ikan lele dumbo mempunyai kelebihan dibandingkan dengan jenis lele lainnya, antara lain lebih mudah dibudidayakan dan dapat dipijahkan sepanjang tahun, fekunditas telur yang besar serta mempunyai kecepatan tumbuh dan efisiensi pakan yang tinggi. Ikan lele dumbo dicirikan oleh jumlah sirip punggung, sirip dada , sirip perut, sirip anal dan jumlah sungut 4 pasang, dimana 1 pasang diantaranya lebih besar dan panjang. Perbandingan antara panjang standar terhadap tinggi badan adalah 1:5-6 dan perbandingan antara panjang standar terhadap panjang kepala 1:3-4. Ikan lele dumbo memiliki alat pernapasan tambahan berupa aborescen yang merupakan kulit tipis, menyerupai spons, yang dengan alat pernapasan tambahan ini ikan lele dumbo dapat hidup pada air dengan kondisi oksigen yang rendah.

D.  Pemijahan  Alami

Menurut Sunarma (2004), pemijahan alami dilakukan dengan cara memilih induk  jantan  dan induk betina yang  benar-benar  matang gonad kemudian dipijahkan secara alami dalam  bak/wadah pemijahan dengan pemberian kakaban. Pemijahan semi alami dilakukan dengan cara  merangsang induk betina dengan penyuntikan hormon perangsang kemudian dipijahkan secara  alami. Pemijahan buatan dilakukan dengan cara merangsang induk betina dengan penyuntikan hormon perangsang kemudian dipijahkan secara buatan.

Menurut Khairuman dan Amri (2002), selama proses pemijhan berlangsung, secara bersamaan induk betina akan mengeluarkan telur dan induk jantan mengeluarkan spermanya.  Pembuahan akan terjadi luar tubuh induk atau di dalam air. Salah satu kelemahan dari cara ini adalah ketidakpastian induk untuk memijah.

Kadang dalam satu malam, induk langsung memijah, kadang pada malam kedua, bahkan  sering kali ditemui induk tidak mau memijah sama sekali walaupun telah dibiarkan di tempat  pemijahan selama beberapa malam. Ketidakpastian pemijahan tersebut disebabkan tingkat  kematangan induk dan persiapan tempat pemijahan atau manipulasi lingkungan yang kurang  sesuai dengan yang diharapkan oleh induk lele dumbo.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

BAB III

BAHAN DAN METODE

A.  Waktu dan Tempat

Praktikum Pemijahan ikan lele dumbo (Clarias sp.) secara alami ini dilaksanakan pada :

Hari/Tanggal   : Kamis, 21 April 2011 – Kamis,13 Mei 2011

Tempat            : Hatchery Departemen Perikanan dan Kelautan VEDCA Cianjur

B.  Alat dan Bahan

Adapun alat dan bahan yang diperlukan dalam praktikum ini adalah;

      1.   Alat:

  • Bak pemijahan
  • Sikat
  • Kakaban (media substrat)
  • Terpal
  • Arerasi
  • Selang siphon
  • Timbangan
  • Mistar
  • Alat tulis

      2.   Bahan:

  • Induk ikan lele dumbo (jantan dan betina)
  • Pakan

C.  Prosedur Praktikum

Adapun langkah kerja dalam praktikum ini adalah:

  1. Menyiapkan wadah dan substrat
  2. Seleksi Induk lele matang gonad/siap pijah
  3. Menimbang bobot induk ikan lele dumbo yang akan di pijahkan
  4. Melakukan pemijahan ikan lele dumbo secara alami
    1. Memindahkan induk dari bak pemijahan dan menetaskan telur yang menempel pada kakaban (substrad).
    2. Memindahkan kakaban dari bak penetasan apabila semua telur sudah terjadi penetasan
    3. Pemeliharaan larva dan benih
    4. Memanen

BAB IV

HASIL DAN PEMBAHASAN

 

 

  1. A.      Hasil

Adapun hasil yang didapat dalam praktikum ini adalah :

1.  Berat induk hasil seleksi

Betina                          : 1,2 kg

Jantan                          : 1,2 kg

Berat induk betina setelah dipijahkan : 1,1 kg

Berat telur                                           : 1,2 – 1,1 kg = 100 gram

2.  Hasil sampling

Jumlah telur pasca pemijahan              : 35.273 butir

Jumlah telur terbuahi                           : 28.350 butir

Jumlah telur yang menetas                  : 12.120 ekor

Jumlah larva hasil panen                      : 4.873 ekor

Lama pemeliharaan larva                     : 21 hari

3.  Pemberian Pakan

Emulsi kuning telur                             : Hari ke-4 penetasan s.d hari ke-11

Campuran Kuning Telur & Tubifex    : Hari ke-12 pemeliharaan s.d ke-13

Tubifex                                                : Hari ke-14 pemeliharaan s.d panen

Feeding Frekuensi                               : 3 kali sehari

  1. B.   Pemabahasan

Adapun parameter yang akan dibahas oleh penulis dalam kegiatan praktikum pemijaha lele dumbo secara alami ini antara lain adalah : Persiapan wadah dan substrad (kakaban), pemilihan/seleksi induk matang gonad, proses pemijahan secara alami, penetasan telur pasca pemijahan, pemeliharaan larva pasca penetasan telur, dan panen.

1.   Persiapan wadah dan substrat (kakaban).

Persiapan bak pemijahan dilakukan sebelum dilakukan pemijahan. Wadah pemijahan induk ikan lele dumbo dapat juga digunakan sebagai tempat penetasan telur. Pada praktikum ini wadah yang digunakan adalah 2 unit, berupa bak beton berukuran 2 m x 1 m x 0,5 m. Sebelum digunakan, bak induk perlu disiapkan terlebih dahulu. Proses penyiapan meliputi pengeringan, pembersihan, perbaikan (saluran pembuangan dan selang aerasi). Penyiapan wadah pemeliharaan bertujuan untuk menciptakan lingkungan yang optimal bagi induk ikan lele dumbo untuk pemijahan serta menghilangkan atau mengurangi potensi serangan hama atau penyakit. Wadah pemeliharaan disiapkan 1 hari sebelum induk ditebar. Pengeringan bak dilakukan dengan cara membuang seluruh air yang ada di bak dengan membuka outlet (saluran air keluar), kemudian dilakukan perbaikan terhadap kebocoran pada saluran pembuangan serta merapikan instalasi udara (aerasi). Pembersihan bak dilakukan dengan cara mencuci bak menggunakan sikat dan membilasnya dengan air hingga bersih. Pengisian air dilakukan dengan cara memompa air dari bak penampungan air ke bak pemijahan sampai mencapai ketinggian sekitar 25 – 30 cm.

Gambar 3. Persiapan bak pemijahan dan bak penetasan telur

Sebagai tempat atau media menempelnya telur, di dasar bak dipasang kakaban yang terbuat dari ijuk. Ukuran kakaban disesuaikan dengan ukuran bak pemijahan. Dengan ukuran kakaban yang digunakan 75 cm x 30 cm. Pada praktikum ini digunakan kakaban sebanyak 3 buah. Jika kurang, dikhawatirkan telur yang dikeluarkan ketika pemijahan tidak tertampung seluruhnya atau menumpuk di kakaban, sehingga mudah membusuk dan tidak menetas. Kakaban harus menutupi seluruh permukaan dasar bak pemijahan, sehingga semua telur lele dumbo tertampung di kakaban.

2.  Pemilihan/seleksi induk

Induk ikan lele dumbo yang akan ditebar diseleksi terlebih dahulu fisiologi dan kelaminnya. Adpun ciri-ciri dari induk ikan lele dumbo yang telah matang gonad adalah sebagai berikut :       

 

 

Kriteria

Induk jantan

Induk betina

Ukuran kepala Kepalanya lebih kecil dari induk ikan lele betina Kepalanya lebih besar dibanding induklele jantan
Warna tubuh Warna kulit dada agak tua bila dibanding induk ikan lele betina Warna kulit dada agak terang.

 Warna dan bentuk alat kelaminUrogenital papilla (kelamin) agak menonjol, memanjang ke arah belakang, terletak di belakang anus, dan warna kemerahanUrogenital papilla (kelamin) berbentuk oval (bulat daun), berwarna kemerahan, lubangnya agak lebar dan terletak di belakang anus.PergerakanGerakannya lincah, tulang kepala pendek dan agak gepeng (depress)Gerakannya lambat, tulang kepala pendek dan agak cembung.PerutPerutnya lebih langsing dan kenyal bila dibanding induk ikan lele betinaPerutnya lebih gembung dan lunakStrippingBila bagian perut di stripping secara manual dari perut ke arah ekor akan mengeluarkan cairan putih kental (spermatozoa-mani).Bila bagian perut di stripping secara manual dari bagian perut ke arah ekor akan mengeluarkan cairan kekuning-kuningan (ovum/telur).KulitKulit lebih halus dibanding induk ikan lele betinaKulit lebih kasar dibanding induk ikan lele jantan

Pada pemijahan induk ikan lele dumbo ini dengan menggunakan perbandingan antara induk jantan dan betina adalah 1 : 1. Setelah diseleksi berat induk ditimbang, pada kegiatan pemijahan ini induk jantan dan betina mempunyai berat yang sama  yaitu 1,2 kg/ekor.

                      Induk Jantan                                              Induk Betina

   

                    Gambar 4. Induk Ikan lele dumbo (Clarias sp.) Matang Gonad

3.  Pemijahan secara alami.

Induk lele dumbo yang telah diseleksi kematangan gonad selanjutnya dipijahkan secara alami. Induk tersebut dimasukan ke dalam bak pemijahan yang telah disiapkan, pada bagian atas bak pemijahan di tutup dengan triplek untuk mencegah induk lele dumbo yang sedang dipijahkan meloncat keluar. Induk akan memijah setelah 8 – 12 jam setelah dilepaskan kedalam bak. Selama proses pemijahan berlangsung dilakukan pengontrolan agar induk yang sedang memijah tidak melompat keluar dari bak pemijahan. Pada praktikum ini induk lele dilepaskan pada pukul 16.00 WIB  ke dalam bak pemijahan yang telah diberi kakaban, sebagai substrad atau media penempelan telur, dan pemijahan terjadi pada pagi harinya antara pukul 23.00-05.00 WIB.

Gambar 5. Telur menempel pada kakaban/substrad

Dari hasil pemijahan ini hanya 2 buah kakaban yang terjadi penumpukan menempelnya telur, sedangkan 1 buah kakaban kosong. Hal ini dikarenakan pada saat penempatan kakaban di bak pemijahan, hanya 2 kakaban yang berada di dasar wadah sedangan 1 buah kakaban lagi terapung diatas permukaan air karena kurangnya diberi pemberat. Hal ini juga sesuai dengan sifat dari telur ikan lele yang berada pada dasar wadah pemijahan.

Setelah pemijahan induk ikan lele segera diangkat dari bak pemijahan dan di timbang berat induk betina untuk mengetahui fekunditas telur, selanjutnya induk dikembalikan ke kolam pemeliharaan induk agar tidak mengganggu proses penetasan telur, hasil dari penimbangan induk betina pasca pemijahan adalah 1,1 kg maka dapat diketahui berat telur = 1,2 – 1,1 kg = 100 gram. Kegiatan selanjutnya dilakukan penjarangan kakaban agar pada saat penetasan tidak terjadi kepadatan larva pada wadah, pada tahap praktikum ini 1 buah kakaban dipindahkan ke bak penetasan sedangkan satunya dibiarkan didalam bak pemijahan untuk penetasan, artinya 1 bak penetasan diberi 1 buah kakaban yang dipenuhi telur. Selanjutnya telur yang menempel pada kakaban ini dihitung agar diketahui jumlah total telur pasca pemijahan dan jumlah telur yang terbuahi. Dari hasil praktikum pemijahan ini,  didapat hasil penghitungan telur pasca pemijahan dengan cara pengambilan sampling telur pada kakaban adalah 35.273 butir dengan rumus : . maka dapat diketahui presentasi jumlah telur (Fekunditas) hasil pemijahan ikan lele ini adalah sbb :

Gambar 6. Pengambilan sampling telur pada kakaban

Telur yang menepel pada kakaban yang terbuahi dapat diketahui berwarna kuning cerah, sedangkan telur yang tidak terbuahi berwarna putih, dari hasil pemijahan ini jumlah telur yang terbuahi adalah 28.350 butir. Maka persentasi derajat pembuahan telur (FR) adalah sbb :

Fertility Rate :

4.  Penetasan Telur dan Perawatan Larva Pasca Penetasan

Kakaban yang penuh dengan telur diletakan ke dasar bak, karena pada bagian permukaan atas dan bagian bawah  kakaban dipenuhi dengan telur. Dengan demikian telur akan terendam air seluruhnya. Telur yang telah dibuahi berwarna kuning cerah kehijauan, sedangkan telur yang tidak dibuahi berwarna putih pucat. Di dalam proses penetasan telur diperlukan suplai oksigen yang cukup. Untuk memenuhi kebutuhan akan oksigen terlarut dalam air, sehingga setiap bak penetasan di pasang aerasi.

Telur akan menetas tergantung dari suhu air bak penetasan dan suhu udara. Jika suhu semakin panas, telur akan menetas semakin cepat. Begitu juga sebaliknya, jika suhu rendah, menetasnya semakin lama. Telur ikan lele dumbo akan menetas menjadi larva antara 18 – 24 jam dari saat pemijahan.

Pada praktikum ini, proses penetasan telur terjadi pada keesokan harinya setelah pemijahan atau hari ke-2 setelah induk dilepaskan kedalam bak pemijahan, dengan suhu ruangan pada Hatchery Departemen Perikanan Budidaya VEDCA Cianjur  antara 28-30°C. Hal ini sesuai dengan pendapat dari Khairuman dan Amri (2002),  telur  akan  menetas  tergantung  dari  suhu  perairan  dan  suhu  udara.  Jika  suhu  semakin  panas  (tinggi),  telur  akan  semakin  cepat  menetas.  Begitu  pula  sebaliknya,  jika  suhu turun atau  rendah maka  telur akan  lama  menetasnya. Kisaran  suhu  yang  baik  untuk penetasan telur  adalah 27-30°C.

Dalam praktikum pemijahan ikan lele dumbo ini didapat Jumlah larva pasca penetasan telur adalah 12.120 ekor. Maka presentasi derajat penetasan telur  (HR) adalah sbb :

Hatching Rate (HR)

Alasan dari rendahnya derajat penetasan ini antara lain karena :

  1. Hanya 1 buah kakaban yang terjadi penesan telur, sedangkan kakaban yang berada pada bak pemijahan induk tidak terjadi penetasan. Ini disebabkan karena tidak melakukan pergantian air pada wadah bekas pemijahan induk, sehingga mengakibatkan kualitas air pada wadah ini menurun.
  2. Kakaban untuk penetasan telur yang berada pada wadah bekas pemijahan induk ini adalah kababan yang digunakan sebagai sempling untuk penghitungan jumlah telur. Ini disebabkan karena interval waktu kakaban di atas terlalu lama. Sehingga telur dapat mengalami kematian, atau proses embryogenesis tidak berjalan dengan sempurna.

Menurut Blaxter dalam Sumantadinata (1983), penetasan telur dapat disebabkan oleh gerakan telur, peningkatan suhu, intensitas cahaya atau pengurangan tekanan oksigen. Dalam penekanan mortalitas telur, yang banyak berperan adalah faktor kualitas air dan kualitas telur selain penanganan secara intensif.

Setelah dipastikan hampir semua telur telah menetas, kakaban diangkat untuk menghindari penurunan kualitas air akibat adanya pembusukan dari telur – telur yang tidak menetas. Disamping itu juga dilakukan pergantian air bak penetasan dengan membuang air sampai ¾ bagian volume air dan kemudian diisi kembali dengan air yang baru.

Larva ikan lele dumbo yang baru menetas berwarna hijau dan berkumpul di dasar bak penetasan dibagian yang gelap. Ukuran larva lebih kurang 5 – 7 mm. Setelah berumur 2 hari, larva mulai bergerak dan menyebar ke seluruh bak penetasan. Sampai umur 3 hari larva tidak perlu diberi pakan tambahan, karena masih memanfaatkan cadangan makanan yang dibawa di dalam tubuhnya, yakni yang dikenal dengan kuning telur (yolk sack).

 

5Perawatan Larva Pasca Kuning Telur (yolk sack).

Munurut Sunarma (2004), Pemberian  pakan  dapat  dilakukan  setelah  larva  berumur  4-5  hari  atau  saat  larva  sudah  dapat  berenang  dan  berwarna  hitam. Umumnya  pemeliharaan  larva  dilakukan  selama  5  hari  dengan  menghasilkan benih berukuran 0,7-1,0 cm dengan berat  0,0 02  gram.

 Pada praktikum ini larva ikan lele dumbo baru diberikan pakan tambahan setelah berumur 4 hari dengan memberikan emulsi kuning telur ayam dan frekwensi pemberian pakan 3 kali/hari. Pemberian pakan tersebut sampai umur 11 hari, yang seharusnya setelah menginjak umur 6 hari larva diberi pakan alami zooplankton (makanan hidup) yang berukuran kecil, seperti kutu air (daphnia sp.) atau cacing sutera (tubifex). Namun karena terbatasnya pakan alami ini dipasaran sehingga keterlambatan pemberian pada larva. pakan alami ini disesuaikan dengan bukaan mulut larva dan sifat dari ikan lele yang digolongkan sebagai ikan karnivora (pemakan daging)

Gambar 7. Pemberian emulsi kuning Telur pada larva

            Pada hari ke-11 dilakukan penjarangan larva pada bak, hal ini dengan tujuan untuk memberikan ruang gerak larva yang ukurannya semakin besar, mencegah terjadinya perebutan pakan dan perebutan oksigen serta memudahkan pengontrolan terhadap larva, karena pada stadia ini larva sangat rentan terhadap kondisi lingkungan media hidupnya. Pada penjarangan larva ini menggunakan 2 unit wadah, yaitu 1 unit berupa bak beton dan 1 unit berupa bak bundar terbuat dari fiber.

Gambar 8. Cara penyiphonan sisa pakan pada dasar bak fiber.

   Setelah larva berumur 12 hari baru diberikan pakan hidup yaitu cacing sutera (tubifex), dengan cara cacing digunting terlebih dahulu sampai halus kemudian dicampur dengan emulsi kuning telur, perlakuan pemberian pakan ini dilakukan hanya 2 hari pertama agar larva dapat menyesuaikan dengan pakan hidup tubifex terbut. Pada hari ke-14 pemeliharaan larva, emulsi kuning dihentikan dan hanya diberi pakan hidup tubifex sampai pada hari ke-21 (kegiatan pemanenan). Disamping pemberian pakan, faktor lain yang selalu diperhatikan selama pemeliharaan larva lele dumbo ini adalah pengontrolan kualitas air. Pergantian air dilakukan tergantung dari kebutuhan. Jumlah air yang diganti sebanyak 50 – 70 % dengan cara menyipon (mengeluarkan air secara selektif dengan selang) sambil membuang kotoran yang mengendap pada dasar bak pemeliharaan larva. Selang yang digunakan adalah selang plastik yang lentur dan biasa digunakan sebagai selang air. Dengan tujuan untuk mencegah terjadinya pembusukan sisa pemberian pakan dan munculnya wabah penyakit.

6.  Pemanenan Larva/Benih

Kegiatan pemeliharaan larva/benih lele dumbo ini berumur 21 hari dan mencapai ukuran sekitar 3 – 4 cm dengan berat sekitar 0,4 – 0,5 gram. Benih sudah siap untuk dipanen, agar benih lele tidak mengalami stres, pemanenan ini dilakukan pada sore hari saat suhu rendah. Cara memanennya adalah air dalam bak disurutkan secara perlahan, selanjutnya benih ditangkap secara hati-hati menggunakan seser (serokan) halus dan di tampung pada baskom. Selanjutnya  larva/benih yang sudah ditampung pada baskom dilakukan penghitungan secara manual dengan cara larva di seser kemudian menggunakan sendok makan agar memudahkan pada proses penghitungan larva. Larva/benih yang sudah dihitung kemudian di kembalikan lagi kedalam bak pemeliharaan untuk siap dipasarkan (jual) langsung kepada pembeli atau didederkan pada kolam pendederan.

Pada hasil penghitungan jumlah total dari pemeliharaan larva  lele dumbo sampai pemanenan ini didapat larva yang hidup yaitu : 4.873 ekor. Maka presentasi derajat kelangsungan hidup larva  adalah sbb :

(/SR)

Dari hasil praktikum ini, presentasi mortalitas (derajat kematian) dapat dikatakan hanya sekitar 10%, kematian larva ini hanya terjadi pada saat penyiphonan sisa pakan di dasar wadah pemeliharaan sehingga larva yang ikut tersedot ada yang mati. Rendahnya derajat kelangsungan hidup larva ini bukan karena terjadi kematian pada larva selama pemeliharaan, namun karena faktor lain yaitu dengan alasan karena:

  1. Kehilangan larva ini diakibatkan oleh faktor manusia (pencuri), karena dapat diketahui kepadatan larva pada bak pemeliharaan menurun drastis hanya terjadi/berselang 1 hari.
  2. Selama pemeliharaan tidak ada bekas larva yang mati didasar bak pemeliharaan.
  3. Pada larva yang hidup dilakukan pengamatan secara kasat mata, pada bagian tubuh larva tidak terdapat bekas luka kalau terjadi akibat dari saling memakan (sifat kanibalisme).

BAB V

P E N U T U P

A. Kesimpulan

Dari hasil Praktikum pembenihan ikan lele dumbo (Clarias sp.) dengan pemijahan secara alami ini dapat disumpulkan bahwa kegiatan ini berhasil karena induk ikan lele dumbo dapat  pemijahan hanya dalam waktu 8 – 12 jam dengan jumlah telur pasca pemijahan 35.273 untuk 1 pasang induk,  dan jumlah telur yang menetas adalah 12.120 ekor larva. Pemeliharaan larva ini berlangsung selama 21 hari, dengan pemberian pakan menggunakan emulsi kuning telur dari umur 4 – 11 dari selanjutnya larva diberikan pakan hidup yaitu cacing rambut (tubifex) sampai pada proses pemanenan. Selain dari pemberian pakan, hal yang paling penting dalam pemeliharaan ini ada selalu melakukan kontrol kualitas air, dengan cara melakukan penyiphonan sisa pemberian pakan pada dasar wadah, agar tidak terjadi pembusukan ataupun timbulnya wabah penyakit.

Hasil dari pemanenan  larva lele dumbo (Clarias sp.) ini adalah dengan jumlah 4.873 ekor larva. Rendahnya derajat kelangsungan hidup larva ini bukan karena terjadi kematian pada larva selama pemeliharaan, namun karena faktor lain lain yaitu kehilangan larva ini diakibatkan oleh faktor manusia (pencuri), karena dapat diketahui kepadatan larva pada bak pemeliharaan menurun drastis hanya terjadi/berselang 1 hari.

B. Saran

Dalam melakukan kegiatan praktikum kerjasama dalam kelompok serta antar kelompok sangat dibutuhkan, disamping itu ketelitian dan kecermatan dalam melakukan kegiatan praktikum sangat diharapkan agar dapat diperoleh hasil praktikum yang diinginkan.

 

 

DOKUMENTASI BUDIDAYA TIRAM MUTIARA (Pinctada maxima)

cara memotong mantel tiram donor

Keranjang Tiram Mutiara

proses pemasangan inti mutiara di dalam gonad tiram

morfologi tiram mutiara

BD pakan alami untuk benih tiram mutiararakit untuk budidaya tiram mutiaramutiara hasil dari budidaya